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. 2021 May 20;52(3):445–451. [Article in Chinese] doi: 10.12182/20210560209

CAAP1对人肝癌细胞SMMC-7721增殖、迁移和侵袭的影响

Effects of CAAP1 on Proliferation, Migration and Invasion of Hepatoma Cell Line SMMC-7721

静慧 苏 1, 鸿健 卢 1, 一同 王 1, 艺璇 孔 1, 雨潭 刘 1, 梅梅 王 1, 亚南 熊 1, 广玲 章 2,*
PMCID: PMC10409193  PMID: 34018363

Abstract

目的

探讨Caspase活性和凋亡抑制因子1(CAAP1)对人肝癌细胞SMMC-7721增殖、迁移和侵袭的影响。

方法

构建CAAP1的过表达载体pcDNA3/CAAP1和敲降载体pSilencer 2.1-U6 neo/shR-CAAP1(shR-CAAP1),并进行鉴定。SMMC-7721分为4组:pcDNA3/CAAP1组、pcDNA3对照组、shR-CAAP1组和pSilencer对照组。SMMC-7721培养后,将CAAP1的过表达载体pcDNA3/CAAP1(pcDNA3/CAAP1组)和敲降载体shR-CAAP1(shR-CAAP1组)以及它们的对照(pcDNA3对照组、pSilencer对照组)分别转染到SMMC-7721中,48 h后进行后续实验。实时定量PCR(qRT-PCR)检测各组细胞中CAAP1 mRNA的表达水平,Western blot检测CAAP1、cleaved Caspase-3蛋白的表达水平;CCK-8实验检测各组细胞的增殖,细胞集落形成实验比较各组细胞集落形成能力;划痕实验比较各组细胞运动能力,Transwell小室检测各组细胞的迁移和侵袭;流式细胞术检测各组细胞的凋亡。纳入TCGA数据库CAAP1低表达的患者75例、CAAP1高表达的患者295例随访48个月的数据,Kaplan-Meier生存曲线比较不同CAAP1表达水平对肝癌患者总生存(OS)的影响。

结果

双酶切鉴定表明CAAP1过表达载体pcDNA3/CAAP1和敲降载体shR-CAAP1构建成功;qRT-PCR和Western blot结果提示pcDNA3/CAAP1能够使SMMC-7721细胞中CAAP1 mRNA和蛋白表达水平增加(与pcDNA3对照组相比,P<0.05),而shR-CAAP1使CAAP1 mRNA和蛋白表达水平降低(与pSilencer对照组相比,P<0.05)。与pcDNA3对照组比较,pcDNA3/CAAP1组SMMC-7721细胞的增殖能力、克隆形成能力、运动能力、迁移和侵袭能力增加,而细胞的凋亡受到抑制(均P<0.05);与pSilencer对照组相比较,shR-CAAP1组SMMC-7721细胞的增殖能力、克隆形成能力、运动能力、迁移和侵袭能力降低,而细胞凋亡增加(P<0.05)。TCGA数据库分析表明CAAP1低表达时肝癌患者的OS优于CAAP1高表达者。

结论

CAAP1能够促进肝癌细胞SMMC-7721增殖、迁移和侵袭,并抑制其凋亡。

Keywords: CAAP1, 肝癌, 增殖, 迁移, 侵袭


肝细胞癌(hepatocellular carcinoma,HCC)是世界范围内位列第三的常见恶性肿瘤,占原发性肝癌的85%~90%[1-3]。尽管近年来肝癌的治疗已有新突破,但晚期肝癌患者的预后仍然较差,至今尚无有效的治疗方法[4]。目前肝细胞癌的5年生存率不超过20%[5],肝癌的治疗涉及多个基因的表达调控,需要进一步的研究来明确肝癌的发生机制,开发新的治疗方法。Caspase活性和凋亡抑制因子1(Caspase activity and apoptosis inhibitor 1,CAAP1)也称为C9orf82蛋白,是一种表达广泛且进化高度保守的蛋白,也是一个潜在的凋亡相关信号转导因子,具有强大的抗凋亡功能[6]。研究表明敲低肺癌细胞和乳腺癌细胞中CAAP1的表达后细胞凋亡增加,这与Caspase-10的表达增加及其活性增强有关[7],因此抑制CAAP1的表达可能通过促进肿瘤细胞凋亡而抑制肿瘤细胞的增殖。到目前为止,关于CAAP1对肝癌作用影响的研究相对较少。本研究拟探讨CAAP1对人肝癌细胞SMMC-7721增殖、迁移和侵袭的作用,为肝癌的早期诊断和治疗提供实验依据。

1. 材料与方法

1.1. 细胞系及主要试剂

人肝癌细胞SMMC-7721购自中国科学院上海细胞库;实验所用质粒pcDNA3、pSilencer 2.1-U6 neo由天津医科大学生命科学实验中心汤华教授惠赠;实时定量PCR(qRT-PCR)引物以及CAAP1-114-BamHⅠ和CAAP1-1199-XhoⅠ引物由通用生物系统(安徽)有限公司合成;Trizol Reagent、Lipofectamine2000 Reagent、Opti-MEM细胞培养基、qRT-PCR试剂盒、DEPC水、琼脂糖、ECL显色试剂盒购自美国Invitrogen公司;胎牛血清购自美国BI公司;DMEM培养基、抗青霉素链霉素双抗混合液、PBS缓冲液、胰酶(含0.02%EDTA)和二甲基亚砜购自美国GIBCO公司;CCK-8试剂盒、质粒小提中量试剂盒购自庄盟生物有限公司;逆转录试剂盒购自上海生工生物工程有限公司;限制型内切酶BamHⅠ、Hind Ⅲ和XhoⅠ购自美国NEB公司;HiScript ⅡQRT SuperMix试剂盒购自南京诺唯赞生物科技有限公司;SDS-PAGE凝胶试剂盒、Tween-20购自上海碧云天公司;兔源抗CAAP1、GAPDH单克隆抗体购自美国Abcam公司;HRP标记抗兔二抗购自美国KPL公司。

1.2. 实验方法

1.2.1. CAAP1过表达和敲降载体的构建

BamHⅠ和XhoⅠ为限制性内切酶位点,将扩增后的CAAP1序列连接到pcDNA3质粒载体中,构建过表达质粒载体pcDNA3/CAAP1;以BamHⅠ和Hind Ⅲ为限制性内切酶位点,将扩增的CAAP1 shRNA连接到pSilencer 2.1-U6 neo质粒载体中,构建CAAP1的敲降质粒pSilencer 2.1-U6 neo/shR-CAAP1(简称为shR-CAAP1),质粒扩增后进行酶切,酶切产物经0.8%琼脂糖凝胶电泳鉴定,pcDNA3/CAAP1质粒载体的酶切产物大小为1 050 bp,shR-CAAP1质粒载体的酶切产物大小为300 bp。扩增的CAAP1 shRNA由金唯智生物科技有限公司测序(Sanger法测序)鉴定重组质粒的正确性。引物由通用生物系统(安徽)有限公司设计合成,序列如下:CAAP1-114-BamHⅠ F:5′-GCGGGATCCATGACGGGGAAAAAGTCCTCC-3′;CAAP1-1199-XhoⅠ R:5′-GCTCAGCTCGAGGGCTGGCTTTTTTATATCACC-3′;shR-CAAP1 F:5′-GATCCAACCTGAAGGTTTGGAATTAACTCGAGTTAATTCCAAACCTTCAGGTTTTTTTGA-3′;shR-CAAP1 R:5′-AGCTTCAAAAAAACCTGAAGGTTTGGAATTAACTCGAGTTAATTCCAAACCTTCAGGTTG-3′。

1.2.2. 细胞培养及转染

人肝癌细胞SMMC-7721接种于含有10%胎牛血清(FBS)、100 μg/mL链霉素和100 U/mL青霉素的DMEM培养基中,置于37 ℃、体积分数5% CO2的细胞培养箱中培养。实验分组为:pcDNA3/CAAP1组、pcDNA3对照组、shR-CAAP1组和pSilencer对照组。细胞培养至70%左右汇合度时,用Lipofectamine TM 2000试剂将CAAP1的过表达载体pcDNA3/CAAP1(pcDNA3/CAAP1组)和敲降载体shR-CAAP1(shR-CAAP1组)以及它们的对照(pcDNA3对照组、pSilencer对照组)分别转染到SMMC-7721细胞中,细胞转染48 h后进行后续实验。

1.2.3. qRT-PCR检测肝癌细胞SMMC-7721中CAAP1的表达水平

4组细胞转染48 h后,Trizol法提取细胞总RNA,用Oligo(dT)引物对cDNAs进行RT反应。采用SYBR Premix Ex-Taq试剂进行PCR分析,各组分按说明书配置好体系进行qRT-PCR反应,反应条件:95 ℃预变性3 min,95 ℃变性12 s,58 ℃退火40 s,72 ℃延伸30 s,45个循环,每组设3个重复。上下游引物序列如下:内参基因β-actin F:5′-CGTGACATTAAGGAGAAGCTG-3′,R:5′-CTAGAAGCATTTGCGGTGGAC-3′;CAAP1 F:5′-GCCGTGGAATGTAAAGAAGTATG-3′,R:5′-ATGACACAGTCAGGTCCAGT-3′。以2−ΔΔCt法计算CAAP1的相对表达量。

1.2.4. Western blot检测肝癌细胞SMMC-7721中CAAP1、cleaved Caspase-3的表达水平

转染48 h后收集4组细胞,用RIPA裂解缓冲液(1% Nonidet P-40、1% Triton X-100、1 mmol/L MgCl2、0.1% SDS和10 mmol/L Tris HCl,pH 7.4)提取细胞总蛋白。然后取适量蛋白样本与5×SDS上样缓冲液按体积比1∶5混匀,煮沸5 min使蛋白质变性。样本冷却后进行10% SDS-聚丙烯酰胺凝胶电泳并转移到聚偏二氟乙烯膜上,并在5%脱脂乳中封闭1 h。洗膜后,用稀释的多克隆抗体CAAP1(1∶500)、cleaved Caspase-3(1∶200)和GAPDH(1∶2 000)4 ℃过夜孵育,然后用TBS-T洗膜3次,在室温下与二抗孵育2 h。加入ECL显影液中显影,放入Gel-Pro凝胶成像系统中曝光、拍照,使用ImageJ软件获得各组的积分光密度(IOD)值,并以GAPDH为内参照,计算各条带与内参条带IOD的比值为该蛋白的相对表达量。

1.2.5. CCK8法检测肝癌细胞SMMC-7721的增殖情况

将4组细胞接种到96孔板上,密度为5×103个细胞/孔。分别于转染后0、24、48、72、96 h向各孔内加入10 μL CCK-8溶液。培养3 h后,测量450 nm处每孔的光密度(OD450)值,以反映细胞的增殖情况。OD450值正比于细胞的增殖能力。

1.2.6. 细胞集落形成实验

4组细胞转染后48 h,以每孔800个SMMC-7721细胞的密度将细胞接种于12孔板中。培养15 d后,用结晶紫染色,计数50个及50个以上细胞所形成的集落。以pcDNA3对照组、pSilencer对照组的集落形成计数为1,计算其他2组相对于各自对照组的细胞集落形成率。

1.2.7. 划痕实验检测细胞的运动能力

4组SMMC-7721细胞以8×104/孔的密度接种于24孔细胞培养板中,转染后0 h用微量移液管尖端进行划痕处理,PBS冲洗细胞3次,然后加入新鲜培养基。24 h后通过显微照片评估划痕间隙宽度,试验重复3次。细胞运动能力=(实验组迁移距离−对照组迁移距离)/对照组迁移距离。距离以μm为单位。式中对照组为pcDNA3对照组或pSilencer对照组。

1.2.8. Transwell小室检测细胞迁移和侵袭能力

使用Transwell小室进行迁移(无基质凝胶)和侵袭(有基质凝胶)分析。4组细胞转染48 h后,以5×104/孔或1×105/孔的密度接种至Transwell小室的上室,并加入200 μL无血清培养基。下室中加入20% FBS的培养基进行迁移试验或加入30% FBS的培养基进行侵袭试验。培养48 h后,用棉签擦掉上室细胞,结晶紫染色,显微镜计数。细胞迁移率=〔(实验组迁移细胞数−对照组迁移细胞数)/对照组迁移细胞数〕×100%,细胞侵袭率=〔(实验组侵袭细胞数−对照组侵袭细胞数)/对照组侵袭细胞数〕×100%。式中对照组为pcDNA3对照组或pSilencer对照组。

1.2.9. 流式细胞术检测细胞凋亡

4组SMMC-7721细胞转染48 h后收集细胞,3 000×g离心5 min,PBS洗涤2次,使用Annexin V-FITC试剂盒,上流式细胞仪对细胞进行分析,每个样品至少分析1×105个细胞,实验重复3次。细胞凋亡率(%)=早期细胞凋亡率+晚期细胞凋亡率。

1.2.10. TCGA数据库分析CAAP1对患者总生存(OS)的影响

通过TCGA数据库下载肝癌相关基因表达数据和临床信息数据,根据CAAP1的表达水平的受试者操作特征(ROC)曲线的约登指数判断的临界值,分为低表达组和高表达组,通过Kaplan-Meier生存曲线比较不同CAAP1表达水平的OS。

1.3. 统计学方法

本实验均进行3次重复,计量资料实验数据分析结果采用 Inline graphic 表示,组间比较采用单因素方差分析,两组间的差异进行t检验,P<0.05为差异有统计学意义。

2. 结果

2.1. CAAP1过表达和敲降载体的构建及酶切产物鉴定

过表达载体pcDNA3-CAAP1和敲降载体shR-CAAP1扩增后进行酶切鉴定,如图1A所示,第2、3、4泳道的酶切产物大小为1 050 bp,图1B中第2、3、4泳道的酶切产物大小为300 bp,与测序结果一致,说明CAAP1的过表达载体和敲降载体均构建成功。

图 1.

图 1

Agarose gel electrophoresis of CAAP1 overexpression plasmids (A) and knockdown plasmids (B) enzyme-digested products

CAAP1过表达载体pcDNA3-CAAP1(A)和敲降载体shR-CAAP1(B)酶切产物的琼脂糖凝胶电泳

1: DNA marker; 2,3,4: Enzyme-digested products of plasmids.

2.2. CAAP1过表达和敲降质粒有效性验证

图2所示,CAAP1 过表达后,SMMC-7721细胞中CAAP1的mRNA和蛋白水平均升高,差异有统计学意义(P<0.05);而在SMMC-7721细胞中敲降CAAP1 表达后细胞中CAAP1的mRNA 和蛋白水平均降低,差异有统计学意义(P<0.05)。

图 2.

图 2

The relative expression level of CAAP1 mRNA (A) and protein (B) in SMMC-7721

SMMC-7721细胞中CAAP1 mRNA(A)和蛋白(B)的表达水平

*P<0.05,n=3.

2.3. CAAP1对肝癌细胞增殖的影响

图3A所示,CCK-8实验结果表明,在SMMC-7721细胞中过表达CAAP1后,48 h、72 h和96 h时细胞增殖能力增强,而通过shRNA降低CAAP1表达后,48 h、72 h和96 h时细胞的增殖能力减弱,差异均有统计学意义(P<0.05)。细胞集落形成实验结果显示,与对照组相比,转染CAAP1后细胞的集落形成能力增加了56%(P<0.05);而降低CAAP1表达后,细胞的集落形成能力减弱了44%(P<0.05)(图3B)。提示CAAP1能够促进肝癌细胞SMMC-7721的增殖能力。

图 3.

图 3

The effection of CAAP1 on the proliferation of SMMC-7721 cells

CAAP1对SMMC-7721细胞增殖能力的影响

A: Proliferation activity was detected by CCK8 assay; B: Cell colony formation was detected by colony formation assay. *P<0.05, vs. pcDNA3 or pSilencer group.n=3.

2.4. CAAP1对肝癌细胞运动、迁移、侵袭能力的影响

过表达CAAP1后SMMC-7721细胞的细胞运动、迁移和侵袭能力增加,与对照组相比,差异有统计学意义(P<0.05);而降低CAAP1的表达后,SMMC-7721细胞的细胞运动、迁移和侵袭能力降低,与对照组相比,差异均有统计学意义(P<0.05)。表明CAAP1能够促进肝癌细胞SMMC-7721的迁移和侵袭(图4)。

图 4.

图 4

The effection of CAAP1 on the motility, migration and invasion of SMMC-7721 cells

CAAP1对SMMC-7721细胞运动、迁移和侵袭能力的影响

A: Motility of cells was detected by scratch assay; B: Migration activity was detected by Transwell assay; C: Invasion activity was detected by Transwell assay. *P<0.05,n=3.

2.5. CAAP1对肝癌细胞凋亡的影响

图5所示,过表达CAAP1使细胞的凋亡率减少了29%,而敲降CAAP1使细胞的凋亡率增加了47%,差异均有统计学意义(P<0.05)。如图6所示,细胞中过表达CAAP1后cleaved Caspase-3蛋白表达减少了52%,与对照组相比,差异有统计学意义(P<0.05),敲降CAAP1后cleaved Caspase-3蛋白水平增加了90%,与对照组相比,差异有统计学意义(P<0.05)。提示CAAP1能够抑制肝癌细胞的凋亡。

图 5.

图 5

Apoptosis rate checked by flow cytometry

流式细胞术检测各组细胞凋亡

*P<0.05,n=3.

图 6.

图 6

Protein expressions of cleaved Caspase-3 by Western blot

Western blot 检测cleaved Caspase-3表达

*P<0.05,n=3.

2.6. CAAP1对肝癌患者OS的影响

TCGA分析肝癌患者组织中CAAP1对患者总生存(OS)的影响,入组时CAAP1低表达的患者75例,CAAP1高表达的患者295例,到第48个月随访时,CAAP1低表达组剩余存活的病例人数19例,CAAP1高表达组剩余存活的病例人数51例。结果表明CAAP1低表达组的OS优于高表达组,差异有统计学意义(P<0.05)(图7)。

图 7.

图 7

Overall survival (OS) curve of hepatocellular carcinoma patients with differential expression of CAAP1

CAAP1差异表达的肝癌患者的OS曲线

3. 讨论

HCC具有高转移率、高复发率的特点,是一种具有很强侵袭和迁移的原发性肝癌。肝癌的发展往往具有慢性肝病背景,如慢性病毒性乙型肝炎和丙型肝炎,酒精性和非酒精性脂肪性肝炎以及肝硬化,肝癌在全球范围内的发病率呈上升趋势[8-9]。肝细胞癌的早期缺乏明显的症状,大多数患者诊断为肝细胞癌时已是中晚期,目前还没有建立有效的治疗方法,只有少数患者能够进行手术切除或进行肝移植[10]。全球每年大约有100万人死于肝细胞癌,我国每年肝癌的新发病例占全球的55%[11-12]。因此发现肝细胞癌有效的检测和治疗手段是当今面临的重要问题。

CAAP1是公认的凋亡相关基因,其在每个正常人(成人和胎儿)和人类起源的肿瘤组织中都有不同程度的表达,有保守的结构域,在不同物种间高度保守。生物信息学预测分析,CAAP1的中心区与死亡效应结构域结构相似,从而暗示其可能在细胞凋亡中发挥作用[6]CAAP1发挥作用需要相互依赖的Caspase激活网络[5]。Caspase-3属于半胱氨酸蛋白酶Caspase家族,Caspase-3的激活在凋亡信号的传递中发挥关键作用,与真核细胞凋亡密切相关,被认为是促进细胞凋亡的蛋白[13]。但是关于CAAP1与肝癌关系的研究还未见报道。

本研究发现,转染pcDNA3/CAAP1质粒的细胞中CAAP1的mRNA和蛋白表达水平均升高,而转染shR-CAAP1的细胞中CAAP1的mRNA和蛋白表达水平均降低,表明pcDNA3/CAAP1和shR-CAAP1可以有效的升高或降低肝癌细胞SMMC-7721中CAAP1的mRNA和蛋白表达水平。本研究还发现,CAAP1过表达后肝癌细胞中cleaved Caspase-3的表达水平和细胞凋亡率均降低。CAAP1可能通过抑制cleaved Caspase-3表达而抑制凋亡。在YANG等[14]的研究中,Snhg3/miR-196/CAAP1调节环路维持着海马细胞功能的相对平衡。新发现的长链非编码RNA小核仁RNA宿主基因3(Snhg3)在海马细胞中充当miR-196的海绵,而CAAP1是miR-196的功能靶基因,CAAP1上调在海马细胞中具有抗凋亡作用。CAAP1是一种核蛋白,它能够调控接触拓扑异构酶Ⅱ(Topo Ⅱ)后DNA双链断裂(DSB)修复的速度[15],DSB通过放松缠绕的DNA来改变DNA拓扑结构。通过生物学信息分析得到CAAP1启动子有MKL1的结合位点(CArG box),MKL1可通过上调CAAP1的表达进而促进胃癌细胞的自噬并抑制其凋亡,可能是因为CAAP1作为抗凋亡蛋白下调Caspase-3蛋白的表达,抑制了细胞凋亡,但同时又可增强胃癌细胞的自噬能力[16-17],结合本实验的结果,我们认为这些可能是进一步研究CAAP1抑制肝癌细胞凋亡机制的线索。

本研究发现,CAAP1过表达可促进肝癌细胞的增殖、相对迁移距离、迁移率和侵袭率,而抑制CAAP1的表达后,得到了相反的结果。CHEN的团队也发现[18]CAAP1能够抑制脑微血管内皮细胞(bEnd.3)的凋亡。此外,利用TCGA数据库分析,揭示了肝癌组织中CAAP1 高表达的肝癌患者OS差。因此,CAAP1可能是肝癌的一个候选预后生物标记物。

综上所述,当细胞中CAAP1表达增加时,细胞增殖、迁移和侵袭能力显著增强而细胞的凋亡受到抑制;而当利用shRNA敲降细胞中CAAP1的表达时,细胞增殖、迁移和侵袭能力受到抑制而细胞的凋亡增加。这些结果提示,CAAP1作为一个促癌因子,可能与肝癌的发生发展密切相关,为CAAP1与肝癌的关系提供了新的认识。但本研究还有一些不足之处,尚未通过动物实验说明CAAP1在体内的作用,后续将继续跟进相关研究,进一步探索过表达CAAP1促进肝癌细胞生长增殖、迁移和侵袭而抑制肝癌细胞凋亡的机制。

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利益冲突  所有作者均声明不存在利益冲突

Funding Statement

国家自然科学青年基金资助项目(No. 81201281)、河北省自然科学基金项目(No. C2012401037)、2020年政府资助临床医学优秀人才培养项目(冀财预复[2020]397号)、河北省省属高等学校基本科研业务费研究项目(No. JQN2020005)和河北省唐山市科学技术研究与发展计划(No. 19130204C)资助

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