Abstract
目的
探讨细胞毒性T淋巴细胞相关抗原4免疫球蛋白（CTLA4Ig）和白细胞分化抗原40配体免疫球蛋白（CD40LIg）基因修饰的骨髓间充质干细胞（BMSCs）在大鼠肝移植排斥反应中的作用及其可能的机制。
方法
采用改良“Kamada”双袖套法建立Lewis-BN大鼠原位肝移植模型75只，随机分为5组，每组15只。A组（对照组）：肝移植时门静脉输注等渗盐水；B组（BMSCs组）：肝移植时门静脉输注BMSCs；C组（C TLA4Ig转基因BMSCs组）：肝移植时门静脉输注携带CTLA4Ig基因的BMSCs；D组（CD40LIg转基因BMSCs组）：肝移植时门静脉输注携带CD40LIg基因的BMSCs；E组（CTLA4Ig和CD40LIg转基因BMSCs组）：肝移植时门静脉输注CTLA4Ig和CD40LIg转基因的BMSCs。观察大鼠术后存活时间和肝功能变化情况，HE染色观察移植肝脏病理形态学改变，酶联免疫吸附法检测大鼠外周血中白细胞介素2（IL-2）、IL-4、IL-10、干扰素（IFN）γ水平。多组样本均数的比较采用单因素方差分析，多组生存率比较采用Kaplan-Meier生存曲线分析。
结果
术后E组大鼠存活时间显著长于A、B、C组和D组（F=18.634，P=0.018），C组和D组又较A、B组显著延长（P＜0.05），C组和D组的差异无统计学意义（P＞0.05）。术后第10天A组丙氨酸氨基转移酶、总胆红素水平明显高于4个治疗组（P＜0.05）。A组术后移植肝HE染色显示重度排斥反应；B组显示中度排斥反应；C组和D组显示轻度排斥反应；E组病理学检查未显示明显排斥反应。术后与4个治疗组相比，A组IL-2、IFNγ水平明显升高，而IL-4、IL-10水平显著降低（P值均＜0.05）。
结论
CTLA4Ig转基因BMSCs联合CD40LIg转基因BMSCs输注能显著抑制肝移植大鼠急性排斥反应，有效延长移植肝存活时间，其效果要优于单纯BMSCs组和单基因修饰BMSCs组。
Keywords: 肝移植, 骨髓间充质干细胞, 排斥反应
Abstract
Objective
To investigate the role of bone marrow mesenchymal stem cells (BMSCs) with CTLA4Ig and CD40LIg gene modification in rejection reaction after liver transplantation in rats and possible mechanisms.
Methods
The modified Kamada's two-cuff technique was used to establish a Lewis- BN rat model of orthotopic liver transplantation, and a total of 75 rats were randomly divided into groups A, B, C, D, and E, with 15 rats in each group. The rats in group A (control group) were given infusion of isotonic saline via the portal vein during liver transplantation, those in group B (BMSC group) were given infusion of BMSCs via the portal vein during liver transplantation, those in group C (BMSCs with CTLA4Ig gene modification) were given infusion of BMSCs carrying the CTLA4Ig gene via the portal vein during liver transplantation, those in group D (BMSCs with CD40LIg gene modification) were given infusion of BMSCs carrying the CD40LIg gene via the portal vein during liver transplantation, and those in group E (BMSCs with CTLA4Ig and CD40LIg gene modification) were given infusion of BMSCs carrying CTLA4Ig and CD40LIg gene modification via the portal vein during liver transplantation. Postoperative survival and change in liver function were observed. HE staining was used to observe the pathomorphological changes of the graft liver, and ELISA was used to measure the levels of interleukin-2 (IL-2), interleukin-4 (IL-4), interleukin-10 (IL- 10), and interferon-y (IFN-y) in peripheral blood. A one-way analysis of variance was used for comparison of means of multiple samples, and the Kaplan-Meier survival curve analysis was used for comparison of survival rates between multiple groups.
Results
Group E had a significantly longer survival time after surgery than groups A, B, C, and D (P＜0.05), groups C and D had a significantly longer survival time than groups A and B (P＜0.05), and there was no significant difference between groups C and D (P＞0.05). On day 10 after surgery, group A had significantly higher levels of alanine aminotransferase and total bilirubin than the other four groups (P＜0.05). HE staining showed severe rejection reaction in group A, moderate rejection reaction in group B, andmild rejection reaction in groups C and D; pathological examination showed no marked rejection reaction in group E. Group A had significant increases in the levels of IL-2 and IFN-γ and significant reductions in the levels of IL-4 and IL-10 after surgery compared with the other four groups (all P＜0.05).
Conclusion
Infusion of BMSCs with modification of both CTLA4Ig and CD40LIg genes can significantly inhibit acute rejection reaction after liver transplantation in rats and effectively prolong the survival time of the graft liver, with a better effect than infusion of BMSCs alone or BMSCs with modification of CTLA4Ig or CD40LIg gene.
Keywords: Liver transplantation, Bone mesenchymal stem cells, Rejection
骨髓间充质干细胞（bone mesenchymal stem cells, BMSCs）是一类来源于中胚层，存在于骨髓中的非造血多能干细胞。近年研究结果表明，BMSCs可抑制T淋巴细胞增殖、延长移植物存活时间[1]。细胞毒性T淋巴细胞相关抗原4免疫球蛋白（cytotoxic T lymphocyte associated antigen 4 immunoglobulin, CTLA4Ig）和白细胞分化抗原40配体免疫球蛋白（cluster of differentiation 40 ligand immunoglobulin，CD40LIg）分别可阻断B7/CD28和CD40/CD40L共刺激通路，可减轻移植物排斥反应[2,3]。因此，我们采用CTLA4Ig和CD40LIg基因修饰的BMSCs对肝移植大鼠干预治疗，旨在探讨其在抑制肝移植大鼠排斥反应中的作用及其可能的机制。
材料与方法
1.材料：供体为雄性Lewis大鼠，体质量200～220g，受体为雄性BN大鼠，体质量220～250g，无特殊病原级，购自北京卫通利华实验动物中心。携带CTLA4Ig和CD40LIg慢病毒载体由上海英伟生物科技有限公司构建。酶联免疫吸附试剂盒购自深圳晶美生物有限公司。CD29-藻红蛋白（PE）标记的抗体、CD90-PE抗体、CD11b-PE抗体、CD45-PE抗体购自美国Bioscience公司。
2.BMSCs分离、培养和鉴定：取Lewis大鼠1只，体质量100～120g，颈椎脱臼法处死后，无菌环境下取大鼠双侧股骨和胫骨，抽取L-DMEM培养液10ml反复冲洗骨髓腔至发白为止。再用200目筛网过滤细胞悬液，收集细胞1000×g离心5min，弃去离心液；加入10%胎牛血清完全培养液，吹打重悬细胞后分装至2个25cm塑料培养瓶中，每瓶液体总量为3ml，置于37℃、5%CO2培养箱中培养。3h后弃贴壁细胞，再将上层悬浮细胞转移至另一个培养瓶中继续培养，24h后半量更换培养液，48h后全量更换培养液。在细胞原代培养过程中，每隔3d全量换液1次，当细胞密度达到80%左右时，用0.125%胰酶0.5ml消化传代培养至第4（P4）代。上流式细胞仪检测细胞表面CD29、CD90、CD45、CD11b分子。
3.BMSCs转染：取P4代生长状态良好的BMSCs，用感染复数（multiplicity of infection, MOI）为150的CTLA4Ig和CD40LIg慢病毒分别感染BMSCs，置于37℃、5%CO2培养箱中培养72h；消化制作成细胞悬液备用，再次上流式细胞仪检测转染后BMSCs表面分子标志物。Western blot检测转基因BMSCs的HA-Tag标签蛋白的表达（HA-Tag标签抗体购自美国Abgent公司）。
4.实验分组：建立大鼠原位异体肝移植急性排斥反应模型75只，随机分为5组，每组15只。A组（对照组）：肝移植时门静脉注入等渗盐水1ml；B组：肝移植时门静脉注入1ml BMSCs（2×106个）；C组：肝移植时门静脉注入1ml携带CTLA4Ig基因BMSCs（2×106个）；D组：肝移植时门静脉注入1ml携带CD40LIg基因BMSCs（2×106个）；E组：肝移植时门静脉注入0.5ml携带CTLA4Ig基因BMSCs(1×106个）和0.5ml CD40LIg基因修饰的BMSCs（1×106个）。若术后大鼠存活时间不超过72h，予重新造模补充。观察大鼠术后存活情况，并于第10天检测血清中丙氨酸氨基转移酶（alanine aminotransferase, ALT）和总胆红素（total bilirubin,TBil）水平，以及白细胞介素（interleukin, IL）-2、IL-4、IL-10和干扰素（interferon, IFN）γ水平。同时剖取大鼠肝脏行HE染色，观察移植肝脏病理变化情况。
5.统计学方法：采用SPSS软件对实验数据进行统计学分析，数据采用均数±标准差（
±s）表示，多组样本均数的比较采用单因素方差分析，多组生存率比较采用Kaplan-Meier生存曲线分析，以P＜0.05为差异具有统计学意义。
结果
1.大鼠BMSCs形态学观察：原代细胞在接种3h后光学显微镜下可见少量细胞贴壁，多为圆形，并伴有多种血细胞。48h后大部分细胞贴壁，换液除去未贴壁的细胞后，可见部分贴壁细胞形态不一，呈纺锤形、梭形、多角形改变，核较大并位于细胞中央或边缘。4d后贴壁细胞增长迅速，呈放射状排列，形成大小不同的细胞集落，细胞形态较为均匀，大多表现为长梭形或多角形。7～8d左右细胞集落开始相互融合，细胞之间排列紧密，可达80%以上融合。将细胞消化以1∶2比例传代培养，以后约7d传代1次，传代后细胞呈均匀分布生长，随着传代次数的增加细胞形态大都为长梭形，呈漩涡状生长；传至7～8代时，细胞开始出现老化现象，形态趋向扁平，同时细胞碎片也相对增多。
2.大鼠BMSCs表面分子检测：流式细胞仪检测结果表明，P4代BMSCs表面分子CD29、CD90呈阳性表达，表达率分别为99.27%、96.15%；而CD11b、CD45呈阴性表达。见图1。
图1. 大鼠骨髓间充质于细胞表面标志物检测.
3.重组慢病毒转染大鼠BMSCs：为确定最佳MOI，分别以MOI为50、100、150、200转染大鼠BMSCs，72h后荧光显微镜下观察，随着MOI的增高，荧光强度也随之升高，当MOI=150时，荧光强度表达最强，当MOI=200时，荧光强度明显减弱。在转染96h后，流式细胞仪检测转染效率分别为32%、64%、71%、53%（图2）。因此，我们确定最佳MOI为150。P4代转基因BMSCs流式细胞仪检测结果显示，CD29、CD90在P4代BMSCs表面呈强阳性表达，表达率分别为99.18%、99.49%，而CD11b、CD45呈阴性表达。慢病毒感染BMSCs 96h后Western blot检测目的蛋白，结果显示空白组、空载体病毒组无目的蛋白表达，而转基因BMSCs以及其培养上清液可见HA-Tag标签蛋白条带，证实目的蛋白的表达（图3）。
图2. 流式细胞仪检测转染效率.
注：A：MOI=50时的荧光强度；B：MOI=100时的荧光强度；C：MOI=150时的荧光强度；D：MOI=200时的荧光强度；MOI：感染复数
图3. 转染BMSCs 96h后目的蛋白的表达.
注：BMSCs：骨髓间充质干细胞；1：BMSCs组；2：BMSCs-绿色荧光蛋白组；3：转基因BMSCs组；4.转基因BMSCs上清液
4.肝移植大鼠存活时间：A、B、C、D组大鼠术后存活时间分别为（11.5±1.8）d、（31.2±3.4）d、（50.4±2.3）d和（51.6±3.2）d。E组大鼠术后恢复良好，2只大鼠分别在术后第80天、第82天死亡，其余大鼠存活天数超过90d。根据各组大鼠术后存活天数绘制Kaplan-Meier生存曲线（图4）。E组大鼠存活时间明显长于其余各组（F=18.634, P＜0.05）,B、C、D组大鼠存活时间长于A组（P＜0.05），C、D组之间的差异无统计学意义（P＞0.05），C、D组大鼠存活时间长于B组（P＜0.05）。
图4. 受体大鼠Kaplan-Meier生存曲线.
注：BMSCs：骨髓间充质干细胞；CTLA4Ig：细胞毒性T淋巴细胞相关抗原4免疫球蛋白；CD40LIg：白细胞分化抗原40配体免疫球蛋白；A组：肝移植对照组；B组：肝移植时门静脉输注BMSCs组；C组：肝移植时门静脉输注携带CTLA4Ig基因的BMSCs；D组：肝移植时门静脉输注携带CD40LIg基因的BMSCs；E组：肝移植时门静脉输注CTLA4Ig和CD40LIg转基因的BMSCs
5.大鼠术后肝功能检测：术后第10天每组处死10只大鼠，检测其血清中ALT、TBil水平，结果显示B、C、D、E组ALT、TBil浓度显著低于对照组（P＜0.01），E组ALT和TBil水平低于C、D组（P＜0.05），而C、D两组ALT、TBil的差异无明显统计学意义（P＞0.05）。见表1。
表1. 各肝移植受体组术后第10天丙氨酸氨基转移酶和总胆红素水平比较（n=10，±s）.
| 组别 | 丙氨酸氨基转移酶（U/L） | 总胆红素（μmol/L） |
|---|---|---|
| A组 | 638.5±45.5 | 152.5±21.2 |
| B组 | 306.8±30.6a | 73.8±17.8a |
| C组 | 155.3±25.8ab | 45.6±13.5ab |
| D组 | 170.6±33.7ab | 52.4±12.9ab |
| E组 | 68.2±18.8abc | 23.9±10.1abc |
| F 值 | 8.712 | 10.982 |
| P 值 | 0.027 | 0.015 |
注：BMSCs：骨髓间充质干细胞；CTLA4Ig：细胞毒性T淋巴细胞相关抗原4免疫球蛋白；CD40LIg：白细胞分化抗原40配体免疫球蛋白；A组：肝移植对照组；B组：肝移植时门静脉输注BMSCs组；C组：肝移植时门静脉输注携带CTLA4Ig基因的BMSCs；D组：肝移植时门静脉输注携带CD40LIg基因的BMSCs；E组：肝移植时门静脉输注CTLA4Ig和CD40LIg转基因的BMSCs；a：与A组相比， P < 0.01;b：与B组相比， P < 0.05;c：与C、D组相比， P < 0.05
6.大鼠术后细胞因子检测：术后第10天检测大鼠血清中IL-2、IL-4、IL-10和IFNγ水平，可见E组IL-2、IFNγ的浓度显著低于其余各组（P＜0.05），C、D组也显著低于A组（P＜0.05），C、D两组间的差异无统计学意义（P＞0.05），B组较A组明显降低（P＜0.05）。而E组IL-4、IL-10水平明显高于其余各组（P＜0.05），C、D组水平高于A、B组（P＜0.05），C、D组之间差异无统计学意义（P＞0.05）。见表2。
表2. 术后第10天各组细胞因子水平比较（n=10，±s）.
| 组别 | 白细胞介素2（ng/L） | 干扰素γ（ng/L） | 白细胞介素4（ng/L） | 白细胞介素10（ng/L） |
|---|---|---|---|---|
| A组 | 342.3±21.2 | 312.6±23.1 | 78.8±26.1 | 62.1±21.5 |
| B组 | 179.6±26.5a | 208.9±19.8a | 128.6±12.5a | 126.5±13.6a |
| C组 | 116.7±25.8ab | 106.2±22.5ab | 182.5±20.1ab | 191.2±16.1ab |
| D组 | 108.2±19.7ab | 97.1±18.1ab | 170.6±15.8ab | 210.7±13.2ab |
| E组 | 62.1±20.4abc | 48.5±17.7abc | 228.3±18.3abc | 249.3±18.4abc |
| F 值 | 15.173 | 18.161 | 12.139 | 11.641 |
| P 值 | 0.023 | 0.011 | 0.032 | 0.037 |
注：BMSCs：骨髓间充质干细胞；CTLA4Ig：细胞毒性T淋巴细胞相关抗原4免疫球蛋白；CD40LIg：白细胞分化抗原40配体免疫球蛋白；A组：肝移植对照组；B组：肝移植时门静脉输注BMSCs组；C组：肝移植时门静脉输注携带CTLA4Ig基因的BMSCs；D组：肝移植时门静脉输注携带CD40LIg基因的BMSCs；E组：肝移植时门静脉输注CTLA4Ig和CD40LIg转基因的BMSCs；a：与A组相比， P < 0.05;b：与B组相比， P < 0.05;c：与C、D组相比， P < 0.05
7.肝组织病理学检测：HE染色显示A组肝细胞排列极度紊乱，部分肝细胞坏死，汇管区伴有大量以淋巴细胞为主的炎性细胞浸润，胆管炎症严重，中央静脉破裂并伴有炎性细胞浸润，肝实质细胞局灶性坏死，为典型的重度排斥反应（图5B）。B组汇管区及中央静脉旁可见部分炎性细胞浸润，胆管增生明显，未见明显肝细胞坏死，为中度排斥反应（图5C）。C组和D组在汇管区的胆管和血管处可见少量炎性细胞浸润，数量较少，排斥反应程度较B组减轻（图5D，5E）。E组仅可见汇管区少量小胆管增生，未见明显排斥反应的病理学改变（图5F）。
图5. 各组大鼠的排斥反应 HE×100.
注：A：正常大鼠肝组织；B：A组重度排斥反应；C：B组中度排斥反应；D：C组轻度排斥反应；E：D组轻度排斥反应；F：E组无明显排斥反应；BMSCs：骨髓间充质干细胞；CTLA4Ig：细胞毒性T淋巴细胞相关抗原4免疫球蛋白；CD40LIg：白细胞分化抗原40配体免疫球蛋白；A组：肝移植对照组；B组：肝移植时门静脉输注BMSC组；c组：肝移植时门静脉输注携带CTLA4Ig基因的BMSCs；D组肝移植时门静脉输注携带CD40LIg基因的BMSCs；E组：肝移植时门静脉输注CTLA4Ig和CD40LIg转基因的BMSCs
讨论
BMSCs表面仅低表达组织相容性抗原Ⅰ类分子，不表达B7、CD40等协同刺激分子，因此，具有较低的免疫原性。相关研究表明BMSCs在体外可抑制T淋巴细胞增殖，可通过降低Th1类细胞因子并上调Th2类细胞因子表达，诱导Th1向Th2细胞发生分化偏移[4]；而且还可以抑制单核细胞向树突状细胞分化，并削弱作为抗原递呈细胞的成熟树突状细胞对T淋巴细胞的刺激作用[5]。
在本研究中对肝移植大鼠输注BMSCs治疗，术后可见大鼠排斥反应较对照组明显减轻，同时Th1细胞分泌的IL-2和IFNγ水平降低，而Th2细胞分泌的IL-4和IL-10水平较对照组明显升高，使得Th1/Th2比例倒置，说明BMSCs可通过诱导Th1向Th2分化偏移来抑制排斥反应的发生。
同种异体肝移植排斥反应的实质主要是T淋巴细胞介导的免疫应答[6,7]；CD28/B7和CD40/CD40L通路是比较重要的两条共刺激通路，有报道CTLA4Ig可有效地阻断CD28/B7通路，其与CD28具有高度的同源性（约31%），和配体B7亲和力是CD28的10～20倍，能竞争性结合B7从而抑制T淋巴细胞活化[8]；相关体内实验研究也证实了CTLA4Ig可延长移植物的存活时间[9]。CD40可广泛表达于体内各种细胞，如B淋巴细胞、巨噬细胞和树突状细胞等。其与配体CD40L（CD154）的结合，使得抗原提呈细胞活化并上调B7等共刺激分子，增强第二信号的传递，进一步活化T淋巴细胞，在移植免疫反应中发挥重要作用。Mai等[10]将CD154抗体应用于异种胰岛移植，证实阻断CD40/CD40L途经可使胰岛移植物的存活时间延长。联合阻断B7/CD28和CD40/CD40L共刺激通路可诱导免疫耐受[11,12]。本研究结果显示，单基因修饰的BMSCs治疗组较单纯BMSCs组大鼠存活时间明显延长，抗排斥效果要优于单纯BMSCs组，这主要是通过阻断一条共刺激途径和下调Th1型细胞因子的表达来实现的。虽然输注单基因修饰的BMSCs可抑制肝移植大鼠排斥反应，但是并没有使得大鼠获得长期存活，这可能与肝移植排斥反应是一个复杂的免疫应答过程相关。我们前期研究结果表明单独阻断任何一条途径都无法获得移植物的长期存活[13]。
因此，本研究中我们通过联合输注CTLA4Ig和CD40LIg修饰的BMSCs，旨在多途径地对肝移植大鼠进行干预治疗，显著抑制了大鼠术后的排斥反应，大部分大鼠存活时间超过3个月，较对照组、BMSCs组以及单基因BMSCs组明显延长，同时术后肝功能改善较为明显，氨基转移酶仅轻度升高，无明显黄疸症状，病理学检查结果提示未见明显排斥反应。在术后第10天我们检测肝移植大鼠血清中IL-2、IL-4、IL-10和INFγ水平，IL-2和INFγ细胞因子主要由Th1细胞分泌，与急性排斥反应相关，而IL-4和IL-10主要由Th2细胞分泌，与诱导免疫耐受相关。正常情况下Th1/Th2维持着平衡状态，肝移植术后早期Th1较术前轻度下降，而Th2逐渐升高，使得Th1/Th2向Th2分化偏移，Th2细胞可通过分泌IL-4、IL-10等细胞因子发挥负性免疫调节作用，Th1向Th2的偏移被认为是诱导免疫耐受机制之一[14,15]。我们用BMSCs低免疫原性和免疫调节的特点，并结合CTLA4Ig和CD40LIg联合阻断两条共刺激通路的作用，通过诱导Th1向Th2分化偏移，下调Th1型细胞因子表达，抑制肝移植大鼠排斥反应，使大鼠存活时间明显延长，这同样也证实了输注单纯BMSCs或单基因修饰BMSCs对肝移植大鼠干预治疗不能维持移植肝脏的长期存活。
利益冲突
无
作者贡献声明
孙翀：骨髓间充质干细胞的分离、培养及功能鉴定；张剑、王琦、谢应海：课题的选择及实验设计；尹东亮：大鼠肝移植模型的建立；李坤：分子生物学检测及干细胞功能鉴定；李文：蛋白检测
Funding Statement
基金项目：广东省科技计划项目（2014A020212159）；广州市科技计划项目（201707010112）
Fund program: Guangdong Science and Technology Project (2014A020212159); Guangzhou Science and Technology Project (201707010112)
参考文献
- [1].Xishan Z,Baoxin H,Xinna Z,et al. Comparison of the effects of human adipose and bone marrow mesenchymal stem cells on T lymphocytes[J]. Cell Biol Int, 2013,37(1):11-18. DOI: 10.1002/cbin.10002. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
- [2].Gilson CR,Milas Z,Gangappa S,et al. Anti-CD40 monoclonal antibody synergizes with CTLA4-Ig in promoting long-term graft survival in murine models of transplantation[J]. J Immunol, 2009,183(3):1625-1635. DOI: 10.4049/jimmunol.0900339. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
- [3].张 剑,张 琪,张 英才,et al. CD40LIg基因修饰骨髓间充质干细胞对异种胰岛移植排斥反应的抑制作用[J]. 中山大学学报(医学科学版), 2012,33(2):168-171, 183. [Google Scholar]; Zhang J, Zhang Q, Zhang YC,et al. Effects of CD40LIg modified bone marrow mesenchymal stem cells on rejection of rat islet xenografts[J]. J Sun Yat-Sen Univ (Med Sci), 2012,33(2):168-171, 183. [Google Scholar]
- [4].Ryan AE,Lohan P,O'Flynn L,et al. Chondrogenic differentiation increases antidonor immune response to allogeneic mesenchymal stem cell transplantation[J]. Mol Ther, 2014,22(3):655-667. DOI: 10.1038/mt.2013.261. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
- [5].Shi M,Liu ZW,Wang FS. Immunomodulatory properties and therapeutic application of mesenchymal stem cells[J]. Clin Exp Immunol, 2011,164(1):1-8. DOI: 10.1111/j.1365-2249.2011.04327.x. [DOI] [Google Scholar]
- [6].Sagoo P,Lombardi G,Lechler RI. Relevance of regulatory T cell promotion of donor-specific tolerance in solid organ transplantation[J]. Front Immunol, 2012,3:184. DOI: 10.3389/fimmu.2012.00184.eCollection 2012. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
- [7].Khan MA,Moeez S,Akhtar S. T-regulatory cell-mediated immune tolerance as a potential immunotherapeutic strategy to facilitate graft survival[J]. Blood Transfus, 2013,11(3):357-363. DOI: 10.2450/2013.0258-12. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
- [8].Rigby MR,Trexler AM,Pearson TC,et al. CD28/CD154 blockade prevents autoimmune diabetes by inducing nondeletional tolerance after effector t-cell inhibition and regulatory T-cell expansion[J]. Diabetes, 2008,57(10):2672-2683. DOI: 10.2337/db07-1712. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
- [9].Zhu P,Chen YF,Chen XP,et al. Mechanisms of survival prolongation of murine cardiac allografts using the treatment of CTLA4-Ig and MR1[J]. Transplant Proc, 2008,40(5):1618-1624. DOI: 10.1016/j.transproceed.2008.03.148. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
- [10].Mai G,Bucher P,Morel P,et al. Anti-CD154 mAb treatment but not recipient CD154 deficiency leads to long-term survival of xenogeneic islet grafts[J]. Am J Transplan, 2005,5(5):1021-1031. DOI: 10.1111/j.1600-6143.2005.00795.x [DOI] [Google Scholar]
- [11].Zhu ZX,Fan LY,Wang Q. Simultaneous blockade of costimulatory signals CD28-CD80 and CD40-CD154 combined with monoclonal antibody against CD25 induced a stable chimerism and tolerance without graft-versus-host disease in rat[J]. Eur Surg Res, 2011,46(3):109-117. DOI: 10.1159/000323011. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
- [12].叶 启翔,翁 文俊,许 吕宏,et al. 阻断共刺激信号途径对造血干细胞移植后致敏受者免疫耐受排斥的影响[J]. 中国实验血液学杂志, 2014,22(1):131-135. DOI: 10.7534/j.issn.1009-2137.2014.01.026. [DOI] [Google Scholar]; Ye QX, Weng WJ, Xu QH,et al. Effects of blocking co-stimulatory signals on immunotolerence rejection of sensitized recipient after hematopoietic stem cell transplantation[J]. J Exp Hematol, 2014,22(1):131-135. DOI: 10.7534/j.issn.1009-2137.2014.01.026. [DOI] [Google Scholar]
- [13].尹 东亮,孙 翀,朱 焕斌,et al. CTLA4-Ig基因修饰骨髓间充质干细胞抑制大鼠肝移植排斥反应[J]. 器官移植, 2014,5(4):231-236. DOI: 10.3969/j.issn.1674-7445.2014.04.008. [DOI] [Google Scholar]; Yin DL, Sun C, Zhu HB,et al. Bone marrow mesenchymal stem cell modified by CTLA4-Ig gene can inhibit the rejection of liver transplantation in rats[J]. Organ Trans, 2014,5(4):231-236. DOI: 10.3969/j.issn.1674-7445.2014.04.008. [DOI] [Google Scholar]
- [14].Feng JF,Chen F,Liu H,et al. Induction of immune tolerance by pre-infusion of apoptotic lymphocytes derived from peripheral blood of donor rats before liver transplantation[J]. Minerva Chir, 2013,68(2):183-189. [PubMed] [Google Scholar]
- [15].Tong H,Chen K,Chen H,et al. Emodin prolongs recipient survival time after orthotopic liver transplantation in rats by polarizing the Th1/Th2 paradigm to Th2[J]. Anat Rec (Hoboken), 2011,294(3):445-452. DOI: 10.1002/ar.21352. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]