5-羰基-8-羟基喹啉通过抑制丝裂原活化蛋白激酶信号通路缓解肝脏缺血再灌注损伤

Abstract

Objective To explore and discuss the protective effects of 5-carbonyl-8-hydroxyquinoline (IOX1) potential mechanisms in the mouse model of hepatic ischemia-reperfusion injury (IRI) and in vitro hepatocyte hypoxia-reoxygenation (H/R). Methods In vivo and in vitro models of liver injury were established using a mouse hepatic ischemia‑reperfusion model and a primary hepatocyte hypoxia‑reoxygenation (H/R) model. In vivo experiments were divided into three groups: sham group, IRI group, and IRI+IOX1 group. In vitro experiments were divided into four groups: negative control group (CTRL), CTRL+IOX1 group, H/R group, and H/R+IOX1 group. Liver injury was assessed by measuring serum liver enzyme levels, hematoxylin‑eosin (HE) staining, and immunohistochemistry. Apoptosis and oxidative stress were evaluated using terminal deoxynucleotidyl transferase dUTP nick‑end labeling (TUNEL) assay, flow cytometry, real‑time quantitative PCR, and reactive oxygen species (ROS) fluorescence staining. Differentially expressed genes were screened by RNA sequencing of liver tissues, and the expression levels of differential proteins were validated by western blotting. Data were processed using GraphPad Prism 10.0. Results Compared with the IRI group, the IRI+IOX1 group showed significantly lower levels of alanine aminotransferase (ALT) and aspartate aminotransferase (AST). At an IOX1 dose of 2 mg/kg, ALT and AST levels decreased by 87.05% and 94.49%, respectively (P<0.000 1), and hepatic histopathological damage was markedly ameliorated. Immunohistochemical staining results revealed less inflammatory cell infiltration in the IRI+IOX1 group. TUNEL assay, western blotting, and real‑time quantitative PCR results demonstrated that IOX1 treatment reduced apoptosis after hepatic I/R injury. In the in vitro model, flow cytometry and western blotting results showed that IOX1 reduced apoptosis in primary hepatocytes after H/R injury, and ROS staining results indicated that IOX1 decreased ROS production following H/R injury. RNA sequencing and western blotting results revealed that IOX1 regulated the mitogen‑activated protein kinase signaling pathway in hepatocytes by inhibiting AlkB homolog 5 (ALKBH5). Conclusion IOX1 regulates the extracellular signalregulated kinase (ERK)/p38 mitogen-activated protein kinase (MAPK) signaling pathway by inhibiting ALKBH5 in hepatocytes, thereby reducing hepatocyte apoptosis and inflammatory responses and attenuating liver injury following ischemia-reperfusion.

肝脏部分切除和肝移植手术期间可诱发肝脏缺血再灌注损伤（ischemia-reperfusion injury，IRI），是影响手术效果和患者预后的关键因素^［1-2］，随着全球供肝短缺加剧，边缘供肝的广泛应用使IRI问题更加突出，其中中、重度脂肪肝供肝对IRI高度敏感^［3］；小肝综合征（small-for-size syndrome，SFSS）在活体肝移植中发生率高达20%^［4］，IRI正是其核心诱因之一^［5］。此外，复杂肝切除中，长时间肝门阻断导致的IRI仍是术后肝衰竭的重要风险因素^［6］。5-羰基-8-羟基喹啉（IOX1）作为2-酮戊二酸加氧酶的广谱抑制剂，已报道其在肾脏^［7］、心脏^［8］、视网膜^［9-10］及动脉粥样硬化模型^［11］中具有保护作用，提示其保护效应具有跨组织一致性。在此基础上，有研究通过建立放射性筛选实验证实IOX1对烷基化修复同源蛋白5（alkylation repair homolog protein 5，ALKBH5）具有抑制作用^［12］。因此，我们相信IOX1通过抑制ALKBH5在肝脏缺血再灌注损伤中发挥保护作用的推测具有充分的机制合理性。丝裂原活化蛋白激酶（mitogen-activated protein kinase，MAPK）信号通路在氧化应激、炎症反应与细胞凋亡过程中发挥关键调控作用^［13-14］。本研究通过体内外实验研究IOX1在肝脏缺血再灌注损伤的保护作用并探究其潜在机制，为临床干预肝缺血再灌注损伤提供新策略。

材料与方法

一、. 实验动物、试剂、仪器和细胞培养

1.实验动物：健康雄性C57BL/6小鼠（7～8周龄），体质量（20.3±2.1）g，购自浙江省医学科学院动物实验中心，饲养条件符合无特定病原体等级标准。本研究经浙江省实验动物中心实验动物福利伦理委员会审批通过（ZJCLA-IACUC-20040200），动物许可证号为SYXK（浙）2024-0008。

2.实验试剂和仪器：IOX1药物、细胞毒性CCK-8试剂盒购自美国MedChemExpress公司；超氧阴离子活性氧检测试剂盒购自上海碧云天生物技术有限公司；F12培养基购自西格玛奥德里奇（上海）贸易有限公司；含10%胎牛血清购自上海通善生物科技有限公司；1%青霉素-链霉素、磷酸盐缓冲液（PBS）、Hank's缓冲液购自北京兰杰柯科技有限公司；Bcl-2相关X蛋白（BAX）、活化型半胱氨酸-天冬氨酸蛋白酶3（Cleaved Caspase-3）、c-Jun氨基末端激酶（JNK）、细胞外调节蛋白激酶（ERK）、p38丝裂原活化蛋白激酶（p38）、磷酸化c-Jun氨基末端激酶（p-JNK）、磷酸化细胞外调节蛋白激酶（p-ERK）、磷酸化p38丝裂原活化蛋白激酶（p-p38）、烷基化修复同源蛋白5（ALKBH5）、甘油醛-3-磷酸脱氢酶（GAPDH）、辣根过氧化物酶标记的山羊抗鼠免疫球蛋白（Ig）G、辣根过氧化物酶标记的山羊抗兔IgG抗体均购自美国Cell Signaling Technology公司；RNA快速提取试剂盒购自上海奕杉生物科技有限公司；Annexin V-FITC/PI细胞凋亡检测试剂盒购自翌圣生物科技（上海）股份有限公司；丙氨酸转氨酶（alanine transaminase，ALT）、天冬氨酸转氨酶（aspartate transaminase，AST）比色法测试盒购自武汉伊莱瑞特生物科技股份有限公司；末端脱氧核苷酸转移酶dUTP缺口末端标记（TUNEL）细胞凋亡试剂盒、4′，6-二脒基-2苯基吲哚染色试剂（DAPI）、Hoechst染色试剂盒、抗淋巴细胞抗原6G（Ly6G）抗体和抗整合素αM（CD11b）抗体均购自武汉塞维尔生物科技有限公司。主要仪器包括流式细胞仪（BD FACSCanto Ⅱ或BD LSRFortessa）、激光扫描共聚焦荧光显微镜（Olympus）、数字切片扫描仪（Olympus）等。

3.实验分组和模型建立：（1）小鼠IRI模型建立：将C57BL/6小鼠平均分为5组，每组各5只。①假手术（Sham）组：小鼠麻醉后仅进行开腹和关腹操作，不进行肝缺血再灌注损伤处理。②IRI组：在小鼠夹闭入肝血流前1 h腹腔注射200 μL等渗盐水。③IRI+IOX1组：在小鼠夹闭入肝血流前1 h腹腔注射溶于等渗盐水的IOX1溶液，给药剂量分别为2、5、10 mg/kg，注射体积与IRI组相等。将小鼠术前禁食12 h，自由饮水。使用1％戊巴比妥腹腔注射对小鼠进行麻醉后，用无损伤血管钳夹闭肝左、中叶肝蒂，使肝脏发生约70％缺血，将小鼠放在37 ℃保温毯上维持体温，缺血90 min后取出血管夹以恢复肝血流，并进行关腹，肝血流复灌6 h后采集实验样本并进行后续实验。（2）肝原代细胞缺氧复氧（hypoxia/reoxygenation，H/R）模型建立：将提取的肝原代细胞分为阴性对照组（CTRL组）、CTRL+IOX1组、H/R组和H/R+IOX1组，使用含10%胎牛血清的F12培养基在37 ℃、5% CO₂培养箱中培养肝原代细胞。为了模拟体外缺氧复氧的过程，将H/R组和H/R+IOX1组细胞在厌氧培养箱中使用预缺氧的无糖培养基培养6 h后再复氧3 h，CTRL组和CTRL+IOX1组细胞在正常培养基和常氧环境条件下培养。

二、. 方法

1.肝功能检测：再灌注6 h后采集各组小鼠血样。在室温下放置30 min后，所有血样以825×g离心15 min，取血清。采用全自动血生物化学仪（Chemray 800，深圳雷杜生命科学）测定血清ALT、AST。

2.TUNEL检测：对肝组织石蜡切片进行TUNEL染色以检测肝细胞凋亡，方法参考TUNEL试剂盒说明书。使用数字切片扫描仪对切片进行扫描成像，细胞核呈明显的绿色染色，提示TUNEL染色阳性。

3.苏木精-伊红（HE）染色和免疫组织化学染色：用4%多聚甲醛固定24 h，脱水、石蜡包埋、切片、脱蜡、HE染色、脱水封口，使用数字切片扫描仪对切片进行扫描成像。将石蜡切片依次经烤片、脱蜡、水化、抗原修复和封闭处理，使用抗Ly6G、CD11b抗体进行免疫组织化学染色。再依次经二抗孵育、显色、苏木精复染、分化、梯度乙醇脱水、透明和封片等步骤后，于光镜下观察Ly6G和CD11b的蛋白表达情况。

4.肝原代细胞提取：采用两步灌流法分离肝细胞，用1％戊巴比妥腹腔注射麻醉小鼠后将其固定在手术板上，常规消毒后打开腹腔，用静脉输液管行门静脉插管，灌入37 ℃的D-hanks液（30 mL/min），同时剪断下腔静脉放血。灌流约5 min后，待肝脏颜色完全变为土黄色后，改用37 ℃含0.05%Ⅳ型胶原酶的Hanks液继续灌流（10 mL/min）。约15 min后，压之凹陷不易恢复，迅速取下肝脏。剔除肝包膜，摆动肝组织，游离出细胞，70 μm滤网过滤。滤液经50×g离心5 min，弃上清液，加入20 mL PBS重悬，重复3次，收取沉淀即为肝原代细胞。

5.蛋白印迹（western blot，WB）检测：使用RIPA裂解液裂解组织和细胞，提取蛋白后使用总蛋白比色法测定蛋白浓度。将变性后的蛋白进行电泳、转膜，依次进行第一抗体、第二抗体孵育后使用增强化学发光反应观察荧光强度测定蛋白表达水平，ImageJ软件分析处理图像。

6.总RNA提取和实时荧光定量PCR（RT-PCR）：总RNA通过RNA快速提取试剂盒提取，NanoDrop 2000测定总RNA的浓度和纯度。MonScript™ RTIII全合一混合剂搭配dsDNase套件用于逆转录反应。RT-PCR在QuantStudio 5实时PCR系统上使用ChamQ通用SYBR qPCR主混合液进行。数据定量分析采用2^{-ΔΔ Ct} 方法，内参照基因为GAPDH。引物序列如下：caspase-3，正向引物：5′-GGAGTCTGACTGGAAAGCCGA-3′，反向引物：5′-CTTCTGGCAAGCCATCTCCTCA-3′；GAPDH，正向引物：5′-AGTGGCAAAGTGGAGATT-3′，反向引物：5′-GTGGAGTCATACTGGAACA-3′。

7.转录组测序分析：在两组小鼠肝脏组织样本中分别随机选取3例样本送至百迈客生物科技有限公司，应用DNBseq-T7测序平台进行测序分析。差异倍数（Fold Change）表示两样品（组）间表达量的比值。将差异倍数≥1.5且P值作为筛选标准。错误发现率（false discovery rate，FDR）是通过对差异显著性P值进行校正得到的，表示差异的显著性。为了方便比较，将差异倍数取了对数值，以log₂FC表示，log₂FC的绝对值越大，FDR值越小的基因在两组样本中的差异变化越明显。

8.基因表达综合（GEO）数据库分析：使用的表达矩阵来自GEO数据库（https：//www.ncbi.nlm.nih.gov/）。GSE151648数据集包含40例接受原位肝移植患者的RNA测序数据。通过edgeR软件包，鉴定了移植前肝样本与移植后肝样本之间的差异表达基因。

9.细胞生殖毒性（CCK8）实验：消化细胞，离心重悬后调整密度至10⁴个/mL。在96孔板中每孔加入100 μL细胞悬液，待细胞贴壁后更换新鲜培养基，每孔中加入10 μL CCK8试剂，2 h后酶标仪检测培养孔在450 nm波长的吸光度。

10.流式细胞凋亡检测：严格按照说明书应用Annexin V-FITC/PI凋亡检测试剂盒进行流式凋亡检测。

11.活性氧（reactive oxygen species，ROS）检测：严格按照说明书应用超氧阴离子活性氧检测试剂盒进行ROS检测。

三、. 统计学方法

采用GraphPad Prism 10.0进行数据处理，两组间比较采用独立样本t检验，体内实验各组间比较采用单因素方差分析，体外实验各组间比较采用双因素方差分析。以P<0.05为差异有统计学意义。

结果

一、. IOX1缓解小鼠肝脏缺血再灌注损伤

肝脏缺血再灌注后不同浓度的IOX1可减轻肝脏淤血，同时ALT、AST水平均低于对照组。且当IOX1浓度为2 mg/kg时保护效果最佳，因此研究后续采用2 mg/kg作为给药浓度（图1A～B）。HE染色结果显示，IRI组中可见肝细胞明显肿胀，胞质疏松化及空泡变性严重，排列紊乱，肝窦间隙明显变窄，肝窦内红细胞淤积，大量炎症细胞浸润，而IRI+IOX1组中肝小叶结构基本完整，肝脏坏死情况较IRI组明显减轻（图1C），Suzuki标准评分进一步证实了这一观察结果（图1D）。免疫组织化学染色结果显示，IRI+IOX1组小鼠肝组织CD11b和Ly6G阳性的炎症细胞浸润均低于IRI组（图1E～F），差异有统计学意义（P<0.05）。

图1. IOX1缓解小鼠肝脏缺血再灌注损伤 1A为各组小鼠血清ALT和AST水平；1B为两组小鼠肝脏组织形态；1C为两组小鼠肝脏组织的HE染色（130×）；1D为两组小鼠的suzuki评分；1E为两组小鼠肝脏组织的CD11b免疫组化染色结果（200×）和两组小鼠CD11b阳性细胞数；1F为两组小鼠肝脏组织的Ly6G免疫组化染色结果（200×）和两组小鼠Ly6G阳性细胞数.

注：每组小鼠设置5只；ALT为丙氨酸转氨酶；AST为天冬氨酸转氨酶；Sham为假手术组；IRI为缺血再灌注损伤；IOX1为5-羰基-8-羟基喹啉；^aP<0.01；^bP<0.001；^cP<0.000 1；^d差异无统计学意义

二、. IOX1减少小鼠肝脏缺血再灌注损伤后的凋亡

TUNEL法检测IOX1对IRI诱导的肝细胞凋亡的作用，与IRI组相比，IRI+IOX1组小鼠的TUNEL阳性细胞数减少（图2A～B），差异有统计学意义（P<0.05）。此外，通过PCR检测，与IRI组相比，IRI+IOX1组的Caspase-3 RNA表达降低（图2C）。同时经WB检测，与IRI组相比，IRI+IOX1组BAX和Cleaved Caspase-3的表达量降低（图2D）。

图2. IOX1减少小鼠肝脏缺血再灌注损伤后的凋亡 2A为两组小鼠的肝细胞凋亡水平（250×及600×）；2B为两组小鼠TUNEL阳性细胞数；2C为两组小鼠Caspase-3 mRNA的相对表达量；2D为两组小鼠蛋白印迹检测结果.

注：每组小鼠设置5只；DAPI为4′,6-二脒基-2-苯基吲哚；TUNEL为末端脱氧核苷酸转移酶dUTP缺口末端标记；Merge为合并凋亡；IRI为缺血再灌注损伤组；IOX1为5-羰基-8-羟基喹啉；Caspase为半胱氨酸-天冬氨酸蛋白酶；BAX为Bcl-2相关X蛋白；GAPDH为甘油醛-3-磷酸脱氢酶；^aP<0.05；^bP<0.000 1

三、. IOX1缓解H/R诱导的肝原代细胞损伤

对肝原代细胞给予梯度浓度IOX1干预，结果显示，浓度低于100 μmol/L的IOX1对肝原代细胞活力无明显影响（图3A）。在H/R诱导的肝原代细胞模型中，IOX1具有保护作用，当其浓度为50 μmol/L时保护作用最为显著（图3A）。因此，本研究选取50 μmol/L的IOX1进行后续实验研究。流式检测结果发现H/R诱导的肝原代细胞经过IOX1处理后，凋亡率明显低于实验对照组（图3B）。WB检测结果提示，与H/R组相比，H/R+IOX1组BAX蛋白的表达水平降低（图3C）。此外，ROS染色结果提示，IOX1处理可显著抑制H/R诱导肝原代细胞产生的ROS（图3D）。

图3. IOX1缓解H/R诱导的肝原代细胞损伤 3A为IOX1不同浓度梯度下细胞的活力水平；3B为细胞流式细胞仪检测结果；3C为细胞蛋白印迹检测结果；3D为细胞的ROS染色（600×）.

注：CTRL为阴性对照组；H/R为缺氧复氧组；IOX1为5-羰基-8-羟基喹啉；PI为碘化丙啶；FITC-Annexin V为异硫氰酸荧光素-膜联蛋白V；Bax为Bcl-2相关X蛋白；GAPDH为甘油醛-3-磷酸脱氢酶；Hoechst为双苯并咪唑衍生物；ROS为活性氧；Merge为合并凋亡；^aP<0.001

四、. IOX1可调控肝脏缺血再灌注损伤中的MAPK信号通路

在两组小鼠肝脏组织样本中分别随机选取3例样本送至DNBseq-T7测序平台进行测序分析，通过转录组测序数据进一步分析了IRI+IOX1组与IRI组之间的差异，共得到900个差异表达基因，其中上调基因540个，下调基因360个（图4A）。基因集富集分析结果表明，与IRI组相比，在IRI+IOX1组中MAPK信号通路显著下调（图4B）。GO富集分析显示，在生物过程方面，差异表达基因主要富集于以下通路：免疫反应、防御反应、小鸟苷三磷酸酶介导的信号转导、血管新生过程中细胞迁移的负调控和ERK1/2级联反应的负调控（图4C）。

图4. IOX1调节肝脏缺血再灌注损伤中的MAPK信号通路 4A为差异表达基因分析图； 4B为基因集富集分析；4C为差异表达基因GO功能富集分析；4D为GSE151648数据集中移植前后样本差异表达基因GO功能富集分析.

注：MAPK为丝裂原活化蛋白激酶；negative regulation of ERK1 and ERK2 cascade为细胞外调节蛋白激酶1/2 级联反应;Positive regulation of MAPK cascade为MAPK级联反应的正调控

对GEO数据库中GSE151648数据集的移植前后样本差异表达基因进行GO功能富集分析，提示MAPK信号通路参与调控肝脏缺血再灌注损伤（图4D）。此外，WB检测结果表明，与IRI组相比，IRI+IOX1组减弱了ERK和p38的磷酸化程度，但JNK的磷酸化程度未见明显改变，两组间总ERK、p38、JNK的表达水平保持不变（图5A）。与此同时，在体外H/R诱导的肝原代细胞模型中，WB检测提示，与H/R组相比，H/R+IOX1组减弱了ERK和p38的磷酸化程度，但JNK的磷酸化程度未见明显改变；CTRL组与CTRL+IOX1组间的JNK、ERK、p38磷酸化蛋白的表达水平未见明显改变，四组间总JNK、ERK、p38表达保持不变（图5B）。IOX1为ALKBH5的抑制剂，可通过调控MAPK信号通路调节鼻黏膜炎症^［15］，通过WB检测提示，与H/R组相比，H/R+IOX1组ALKBH5蛋白表达水平降低（图5C）。

图5. 免疫印迹检测IOX1处理后对MAPK信号通路及下游蛋白的影响 5A为两组小鼠蛋白印迹检测结果；5B为四组细胞蛋白印迹检测结果；5C为两组细胞蛋白印迹检测结果.

注：IRI为缺血再灌注损伤组；IOX1为5-羰基-8-羟基喹啉；CTRL为阴性对照组；H/R为缺氧复氧组；ERK为细胞外调节蛋白激酶；p-ERK为磷酸化细胞外调节蛋白激酶；JNK为c-Jun氨基末端激酶；p-JNK为磷酸化c-Jun氨基末端激酶；p38为p38丝裂原活化蛋白激酶；p-p38为磷酸化p38丝裂原活化蛋白激酶；ALKBH5为烷基化修复同源蛋白5；GAPDH为甘油醛-3-磷酸脱氢酶

讨论

肝脏缺血再灌注损伤是肝脏外科手术中常见的病理生理过程，对手术效果以及患者预后有重要影响，主要与自由基和活性氧生成有关^［16-18］。因此，开发能够缓解肝脏缺血再灌注损伤的药物是近年来移植领域基础研究的重点目标。IOX1是2-酮戊二酸加氧酶的广谱抑制剂，也对ALKBH5具有抑制作用，但其在肝脏中的机制尚未得到阐述。细胞凋亡是为维持机体内环境稳定的一种程序性死亡过程，凋亡过程的过度激活可导致显著的肝细胞损伤，而抑制凋亡可以促进细胞的增殖和修复^［19-21］。

本研究应用IOX1进行体内外实验，结果显示，IOX1通过减少ROS的生成减轻细胞凋亡缓解肝脏损伤。通过对小鼠肝组织进行转录组测序，IOX1可抑制MAPK信号通路传导。同时通过对GEO数据库中GSE151648数据集的移植前后样本差异表达基因进行GO功能富集分析，提示在肝脏缺血再灌注损伤可上调MAPK信号通路。

MAPK信号通路广泛参与细胞凋亡、细胞自噬等众多生理过程^［13-14］，可以分为几个主要分支，主要包括：ERK通路、JNK通路和p38 MAPK通路。MAPK信号通路异常激活时，可能导致炎症性疾病、癌症等疾病的发生^［22-24］，其中ERK通路的过度激活诱导细胞周期蛋白依赖性激酶抑制剂的积累，导致细胞周期停滞，从而抑制细胞增殖^［25-26］，而p38 MAPK通路主要通过转录后机制调控死亡受体表达、炎症反应和细胞凋亡^［27-28］。

本研究应用WB检测体内外JNK、ERK、p38及其磷酸化蛋白表达水平，并检测了肝细胞中ALKBH5的蛋白表达水平，结果表明，IOX1通过抑制ALKBH5来调控MAPK信号通路中的ERK和p38蛋白的磷酸化，从而缓解肝细胞损伤。

传统MAPK抑制剂通过直接竞争性抑制MAPK级联激酶发挥快速阻断作用，但普遍存在选择性不足、治疗窗狭窄及脱靶毒性等问题，严重制约其临床转化：U0126在微摩尔浓度下即可强效阻断钾离子通道，可能导致神经肌肉传导异常和心脏毒性^［29］；PD98059溶解度极低，血浆中的消除半衰期仅约73 min，仅局限于体外和动物实验使用^［30］；SB203580可经脱靶效应抑制葡萄糖转运蛋白4（GLUT4）介导的葡萄糖转运，扰乱糖代谢稳态，间接升高肝脏脂质沉积风险^［31］，并可干扰磷脂酰肌醇3-激酶/蛋白激酶B信号通路等平行信号通路^［32］，导致细胞凋亡调控紊乱及代谢重编程异常^［33］。

相比之下，IOX1通过ALKBH5间接调控MAPK信号通路，具有选择性调控优势：Zhang等^［14］结果表明，IOX1通过选择性抑制ALKBH5并调控丝裂原活化蛋白激酶激酶激酶8-ERK2-核因子κB1信号发挥作用，从而避免传统抑制剂“全或无”阻断导致的细胞功能障碍；Chen等^［7］和Gao等^［11］的研究进一步表明，IOX1-ALKBH5轴可同时影响免疫调节、细胞衰老和MAPK信号传导，本研究转录组测序结果及WB检测揭示了其在肝脏通过调控MAPK信号通路缓解细胞凋亡。这种“一靶多效”的作用模式与IRI的多重打击学说相契合。进一步比较发现，IOX1在肾脏和肝脏IRI中的保护作用具有共同的分子基础，即均通过抑制ALKBH5活性、减少炎症细胞浸润，从而减轻组织损伤。然而，两者在具体调控机制上存在显著差异。在肾脏IRI中，ALKBH5主要通过调控CCL28的表达，促进调节性T细胞募集，进而抑制先天免疫激活，属于免疫微环境重塑机制；而在肝脏IRI中，IOX1-ALKBH5轴主要通过调控MAPK信号通路，影响肝细胞的增殖、凋亡及炎症反应，属于细胞内在保护机制。上述差异可能与两种器官IRI的病理生理特征不同有关：肾脏IRI主要表现为肾小管坏死及炎症反应，而肝脏IRI则涉及肝细胞坏死、库普弗细胞激活以及微循环功能障碍等复杂病理过程。

利益冲突

所有作者声明不存在利益冲突

引用本文：

胡圣晨, 雷耘果, 黄映辰, 等. 5-羰基-8-羟基喹啉通过抑制丝裂原活化蛋白激酶信号通路缓解肝脏缺血再灌注损伤[J]. 中华肝脏病杂志, 2026, 34(9):903-911. DOI: 10.3760/cma.j.cn501113-20251219-00544.

Funding Statement

国家自然科学基金重大研究计划（92159202）；国家自然科学青年基金（82302893）；浙江省自然科学基金（LQ24H160011）；浙江省“尖兵领雁+X”研发攻关计划（2024C03051）；杭州市医学重点学科建设基金（OO20200093）

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