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. 2026 Sep 28;79:e20250189. doi: 10.1590/0034-7167-2025-0189
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Resistance profile and biofilm production of microorganisms isolated in operating rooms

Perfil de resistencia y producción de biopelículas de microorganismos aislados en quirófanos

Vanessa Oliveira Lopes de Moura I, Tainá Francisca Cardozo de Oliveira I, Eli Júnior Pereira Rodrigues I, Vanessa Bridi I, Stéfanne Rodrigues Rezende Ferreira I, Ludimila Paula Vaz Cardoso I, Berendina Elsina Bouwman I, Hanstter Hallison Alves Rezende I
PMCID: PMC13623299  PMID: 42820555

ABSTRACT

Objectives:

to evaluate the resistance profile and biofilm formation in isolates from operating rooms in two hospitals in the southwestern region of Goiás.

Methods:

an experimental laboratory study was conducted, with samples collected between March and August 2023.

Results:

of the 50 samples collected, 104 bacteria were isolated, 81.7% (85/104) gram-positive and 18.3% (19/104) gram-negative. Of these, 55.3% (47/85) of the Staphylococcus genus were classified as multidrug-resistant and methicillin-resistant, and 15.7% (3/19) of the Gram-negative bacteria were classified as multidrug-resistant. 66.34% (69/104) were biofilm producers, with 79.7% (55/69) being Gram-positive and 20.3% (14/69) Gram-negative.

Conclusions:

this finding is of great concern, as these microorganisms in hospital environments pose a high risk for surgical site infections that are difficult to treat due to multidrug-resistant strains.

Descriptors: Surgicenters, Cross Infection, Microbial Drug Resistance, Staphylococcus aureus, Biofilms.

INTRODUCTION

The hospital environment is a large reservoir of virulent microorganisms that can cause Healthcare-Associated Infections (HAIs) in patients, especially in cases of prolonged hospitalizations, invasive and surgical procedures, and also due to exogenous factors related to the environment, materials, and equipment. In Brazil, concern about healthcare-associated infections (HAIs) has been growing since the 1990s, and they currently represent the fourth leading cause of mortality in Intensive Care Units (ICUs)(1,2).

Data from the National Biosafety Agency (ANBIO) indicate that 80% of hospitals do not adequately control HAIs. Furthermore, data from the National Regulatory Agency for Private Health Insurance and Plans (ANS) indicates that more than 45,000 Brazilians die annually as a result of these diseases, and the World Health Organization (WHO) estimates this number to be even higher, reaching 100,000 cases per year(3-5).

The interaction of different microorganisms in the same environment, especially in hospitals, favors the development of some mechanism of resistance to antimicrobials(6,7), which occurs due to various mutations, hindering the treatment of bacterial infections and potentially leading to unfavorable clinical outcomes, and even patient death(6,8,9).

Another aggravating factor of hospital microorganisms is their ability to produce biofilms, which consist of a layer of extracellular polymeric substance (EPS), composed of polysaccharides, extracellular DNA, proteins, lipids, surfactants, flagella, and pili, thus providing protection to the microorganisms present there, as they are highly resistant to antimicrobial agents and environmental disinfectants(10,11).

Inside biofilms, these microorganisms have the ability to interact/communicate with each other, a process called Quorum sensing (QS). This factor facilitates the transfer of multidrug-resistant plasmids, favoring the development of persistent infectious diseases. According to the National Institutes of Health in the United States, approximately 80% of all infections worldwide are associated with the presence of biofilms(10,11).

Some hospital environments are more susceptible to the presence and growth of microorganisms, and among these is the operating room, as it is a place where many patients and professionals pass through, where several types of invasive procedures are performed, in addition to artificial climate control and the use of materials and equipment(12,13). These infections can be classified as exogenous when they originate from a source external to the patient, or endogenous when they originate from the patient themselves. Exogenous transmission is primarily through direct contact, but it can also occur indirectly through contaminated equipment, instruments, and surfaces, or even through improperly processed implant materials(14-17).

Due to all these related factors, HAIs, particularly surgical site infections (SSIs), are a significant concern for patient safety and can occur in both major surgeries and minor procedures(18).

OBJECTIVES

To identify, evaluate the antimicrobial resistance profile, and verify the biofilm formation of microorganisms isolated from surfaces in operating rooms.

METHODS

Study type or design

Ethical review and approval were waived for this study, as it is an experimental laboratory study of surface sample collection, based on Revised Standards for Quality Improvement Reporting Excellence (SQUIRE 2.0)®(19).

Local

The study was conducted in the operating room of two healthcare facilities located in the Southwest of Goiás. One of medium complexity and another of high complexity, three and four operating rooms, providing services in various areas such as internal medicine, pediatrics, obstetrics, general surgery, orthopedics, urology, ophthalmology, otolaryngology, among others.

The laboratory analyses were developed in the Bacteriology and Mycology Laboratory of the Biomedicine course at the Federal University of Jataí - GO (LBM-UFJ).

Period and collection of samples

The collections were carried out between the months of March to August 2023. To identify and evaluate the antimicrobial resistance profile and verify biofilm formation, samples were collected using sterile Swabs moistened with a 0.9% saline solution, the samples were rubbed over the entire surface of the selected objects, which were: computer keyboards and mouses, suction machine cords, electrosurgical unit cords, electrosurgical unit foot pedal, cardiac monitor lead connectors, and blood pressure monitor cuffs, obtaining a total of 50 samples.

After collection, swabs were placed in previously identified test tubes containing Brain Heart Infusion (BHI) (HIMEDIA®) broth, packaged in a thermal box, and transported to LBM-UFJ, where they remained incubated for 24 h in a Biochemical Oxygen Demand (BOD) incubator at a temperature of 35°C-37°C.

Microbiological analyses

Bacterial growth was determined based on the BHI (HIMEDIA®) broth cloudiness. Samples showing growth were streaked onto Blood Agar - AS (KASVI®) and incubated for 24 hours in a BOD incubator at a temperature of 35°C-37°C. After the incubation period, it was observed whether there was growth, as well as the number of distinct colonies on each plate. The morphologically different colonies were re-inoculated (secondary isolation) to achieve the purity of each colony, allowing the performance of further identification tests. The previously isolated samples (observing hemolysis patterns and Gram staining) were subjected to traditional biochemical tests for identification(20).

Analysis of resistance and biofilm production

The Kirby-Bauer disk diffusion method was used to perform the antimicrobial susceptibility test(21), depositing antimicrobial discs in a Petri dish (140x15mm) containing Mueller Hinton agar (HIMEDIA®) previously inoculated with an isolated bacterial strain of approximately 1.5 x 108 CFU/ml (0.5 of the scale of McFarland), incubated at 35-37ºC for 24h. The results were interpreted by comparing the diameter of the inhibition halo with the classifications of the cut-off points established by the Brazilian Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (BrCAST) and in this way they were classified as sensitive, intermediate, or resistant(21).

The resistance profile of the Staphylococcus group to oxacillin (with the resistant ones being classified as MRSA - methicillin-resistant Staphylococcus aureus, MRSE - methicillin-resistant Staphylococcus epidermidis, and MRSS- methicillin-resistant Staphylococcus saprophyticus), of the Enterococcus sp. group to vancomycin (with the resistant ones being classified as VRE - vancomycin-resistant Enterococcus) and Enterobacteriaceae resistant to imipenem (with the resistant ones classified as: possible KPC)(21).

For the classification of the multiresistance profile, the criteria proposed by Magiorakos et al. (22) were adopted, where isolates that did not show resistance or showed up to two classes were classified as Not MDR (Not multidrug resistant); isolates that showed resistance to at least one representative in three or more classes of antimicrobials were classified as MDR (multidrug resistance); and the isolates showing resistance to all agents from all classes were classified as PDR (pan drug resistance)(22).

For conducting tests of biofilm production, the isolates were thawed and an aliquot was transferred to a test tube containing BHI broth. After 24 hours of incubation, the biofilm was mounted in 96-well plates containing 198 μL of Tryptic Soy Broth enriched medium - TSB (HIMEDIA®) and 2 μL of BHI + Strain, this being incubated at 35°C-37°C in a BOD incubator for 48h. Subsequently, the steps described by Stepanovic et al. (23) were followed, which included the plate reading phase: plate washing, fixation and staining, and finally, measurement of results using a microtiter plate reader (KASVI®). The interpretation was expressed through the cutoff point (Cut off - ODc) described in Chart 1.

Chart 1. Interpretation of biofilm production.

Classification Analysis between OD and ODc*
Non-biofilm producer OD ≤ ODc
Weak producer (+ or 1) ODc < OD ≤ 2X ODc
Moderate producer (++ or 2) ODc < OD ≤ 4X ODc
Strong producer (+++ or 3) 4X ODc < OD
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Source: Stepanovic et al.(23).

RESULTS

The results obtained from the microbiological analysis of samples collected in two hospitals provide a comprehensive view of the presence of microorganisms in these facilities. Of the 50 samples analyzed, all showed growth of at least one type of microorganism, totaling 104 isolated bacteria. Characterization of the bacteria based on Gram staining revealed a predominance of Gram-positive bacteria, representing 81.7% (85/104) of the total, compared to Gram-negative bacteria, which constituted 18.3% (19/104).

Figure 1 provides a representation of the bacterial species identified (Staphylococcus sp. (4), Staphylococcus epidermidis (20), Staphylococcus aureus (38), Staphylococcus saprophyticus (7), coagulase-negative Staphylococcus (11), Streptococcus viridans (1), Enterococcus sp. (4), Proteus mirabilis (3), Escherichia coli (7), Shigella sp. (3) and Acinetobacter sp. (5).

Figure 1. Frequency of bacteria isolated on surfaces and objects in surgical suites of two hospitals in southwestern Goiás.

Figure 1

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Regarding resistance mechanisms, in the present study it was observed that 57.7% (60/104) of the isolates showed resistance to antimicrobials and were classified as MDR according to Magioarakos et al. (12) criteria. Moving on to the evaluation of biofilm formation capacity, it was observed that 66.3% (69/104) of the isolates have this characteristic, with 89.8% (62/69) being weak producers, 5.8% (4/69) moderate producers, and 4.4% (3/69) strong producers, as shown in Chart 2.

Chart 2. Sample origin, resistance profile, and biofilm production capacity.

Isolate Surface/Object Resistance to classes
of antimicrobials 		Biofilm Production Isolate Surface/Object Resistance to classes
of antimicrobials 		Biofilm Production
1 Keyboard MDR/MRSA Non-producer 20 Electrosurgical unit cord MDR/MRSE Non-producer
2 Mouse MDR/MRSA Non-producer 21 Scalpel pedal Not MDR Non-producer
3 Mouse MDR/MRSA Non-producer 22 Scalpel pedal Not MDR Weak producer
4 Keyboard MDR/MRSA Non-producer 23 Scalpel pedal Not MDR Non-producer
5 Keyboard MDR Non-producer 24 BP device Not MDR Non-producer
6 Mouse MDR Non-producer 25 Lead Connector MDR/MRSE Non-producer
7 Keyboard MDR/MRSA Non-producer 26 Lead Connector Not MDR Non-producer
8 Keyboard MDR Non-producer 27 Sucction machine cord Not MDR Non-producer
9 Mouse Not MDR Non-producer 28 Sucction machine cord Not MDR Non-producer
10 Keyboard MDR Weak producer 29 Electrosurgical unit cord Not MDR Weak producer
11 Mouse MDR/MRSA Non-producer 30 Electrosurgical unit cord MDR/MRSE Weak producer
12 BP cuff Not MDR Non-producer 31 Electrosurgical unit cord MDR Non-producer
13 BP cuff Not MDR Weak producer 32 Electric scalpel pedal Not MDR Non-producer
14 BP cuff MDR/MRSE Average producer 33 Scalpel pedal MDR Weak producer
15 Lead Connector MDR/MRSA Weak producer 34 Scalpel pedal MDR/MRSE Weak producer
16 Lead Connector MDR/MRSE Non-producer 35 BP cuff MDR/MRSA Weak producer
17 Lead Connector MDR/MRSA Non-producer 36 BP cuff MDR/MRSE Non-producer
18 Sucction machine cord Not MDR Weak producer 37 Lead Connector MDR/MRSE Weak producer
19 Sucction machine cord Not MDR Weak producer 38 Sucction machine cord Not MDR Weak producer
39 Sucction machine cord Not MDR Weak producer 60 Keyboard 3 Not MDR Non-producer
40 Electric scalpel cord Not MDR Weak producer 61 Keyboard 3 Not MDR Weak producer
41 Electric scalpel cord MDR Weak producer 62 Keyboard 3 MDR/MRSA Weak producer
42 Scalpel pedal Not MDR Non-producer 63 Mouse 3 MDR Strong producer
43 Scalpel pedal Not MDR Weak producer 64 Mouse 3 Not MDR Weak producer
44 Keyboard 1 MDR Weak producer 65 Keyboard 4 Not MDR Moderate producer
45 Keyboard 1 Not MDR Weak producer 66 Keyboard 4 MDR/MRSA Weak producer
46 Keyboard 1 Not MDR Weak producer 67 Mouse 4 MDR Weak producer
47 Keyboard 2 Not MDR Weak producer 68 Keyboard 5 MDR Weak producer
48 Keyboard 2 Not MDR Non-producer 69 Mouse 5 MDR Moderate producer
49 Keyboard 2 MDR/MRSE Weak producer 70 Keyboard 6 MDR/MRSA Weak producer
50 Keyboard 2 MDR/MRSA Weak producer 71 Mouse 6 MDR/MRSA Weak producer
51 Mouse 1 MDR/MRSA Weak producer 72 Mouse 6 MDR/MRSA Weak producer
52 Mouse 1 Not MDR Non-producer 73 BP device MDR/MRSA Weak producer
53 Mouse 1 Not MDR Non-producer 74 BP device MDR/MRSA Non-producer
54 Mouse 2 Not MDR Non-producer 75 BP device MDR/KPC Weak producer
55 Mouse 2 MDR Weak producer 76 BP device Not MDR Weak producer
56 Mouse 3 MDR Non-producer 77 Lead Connector MDR/MRSE Weak producer
57 Mouse 4 Not MDR Weak producer 78 Lead Connector MDR/KPC Weak producer
58 Mouse 5 MDR/MRSE Weak producer 79 Sucction machine cord Not MDR Non-producer
59 Keyboard 3 MDR/MRSE Weak producer 80 Electric scalpel cord Not MDR Non-producer
81 Electric scalpel cord Not MDR Weak producer 93 Sucction machine cord MDR/MRSA Weak producer
82 Scalpel pedal MDR/MRSA Non-producer 94 Electric scalpel cord MDR/MRSA Weak producer
83 BP device Not MDR Weak producer 95 Electric scalpel cord Not MDR Weak producer
84 BP device Not MDR Moderate producer 96 Scalpel pedal MDR/MRSA Weak producer
85 Lead Connector MDR/MRSA Weak producer 97 Scalpel pedal Not MDR Weak producer
86 Sucction machine cord MDR/MRSA Weak producer 98 Scalpel pedal Not MDR Weak producer
87 Electric scalpel cord MDR/MRSA Weak producer 99 Scalpel pedal Not MDR Weak producer
88 Scalpel pedal MDR/MRSA Strong producer 100 Scalpel pedal MDR/MRSA Weak producer
89 Scalpel pedal Not MDR Weak producer 101 Monitor cable MDR Weak producer
90 BP device MDR/MRSA Weak producer 102 Monitor cable Not MDR Weak producer
91 BP device MDR/MRSA Weak producer 103 Monitor cable MDR/MRSE Weak producer
92 Lead Connector MDR/MRSA Strong producer 104 Scalpel pedal Not MDR Weak producer
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Not MDR - No drug resistance; MDR - multidrug resistance; MRSA - methicillin resistant Staphylococcus aureus; MRSE - methicillin resistant Staphylococcus epidermidis; MRSS - methicillin resistant Staphylococcus saprophyticus; BP - blood pressure; KPC - carbapenemase-producing Klebsiella group.

DISCUSSION

Among HAIs, SSI stands out as a major concern in the hospital setting, and they can be caused by a wide range of bacteria, both gram-negative and/or gram-positive ones(17). In the operating room, when preventive measures are not implemented or are neglected, the risk of infection increases considerably, potentially causing temporary or permanent damage, and even death to patients(24).

This study showed that microorganisms were isolated from all surfaces where samples were collected, and among these were species that cause HAIs, with a significant resistance profile to antimicrobials, in addition to the capacity for biofilm production. These findings corroborate a study conducted in a hospital in Belo Horizonte, with the same objective, pointing to significant data related to the incidence of microorganisms on surfaces and objects in an operating room, namely: Coagulase-negative Acinetobacter baumannii, Enterobacter sp., and Staphylococcus, bacteria that are potential causes of HAIs, particularly SSIs, given the presence of isolates with high antimicrobial resistance profiles(25).

Another study(13) evaluated the bacterial profile found on the surfaces and equipment of an operating room, and microorganisms were isolated from all of them, with a prevalence of gram-positive cocci, with S. aureus being the most frequent occurrence, corroborating the findings of this study, where all surfaces and objects tested showed bacterial growth, with a predominance of the genre Staphylococcus, and the prevalence of S. aureus being highlighted. This pathogen is part of the human skin microbiota, but it can cause various infections in hospital settings, such as respiratory, systemic, and surgical site infections.

Similar research(26) also pointed to a higher prevalence of the species S. aureus, which is closely linked to the development of HAIs, primarily by methicillin-resistant strains (MRSA). In the present study, 77.8% (81/104) of the isolates are of the genus Staphylococcus. Of these, 58.02% (47/81) showed resistance to oxacillin, classified as MDR/MRSA, and 66.66% (54/81) are biofilm-producing strains. It should be noted that this species has the ability to produce biofilms, which hinders the immune response and pharmacological therapy(17).

Enterococcus sp. consists of a genus of Gram-positive bacteria naturally found in the gastrointestinal tract; however, studies indicate the presence of species within this genus associated with hospital-acquired infections, which is particularly relevant when these bacteria develop vancomycin resistance (VRE) mechanisms, as they can cause opportunistic infections that spread easily in the hospital environment. Study conducted at a university hospital(12) points to high prevalence rates for Enterococcus sp. in various sectors of the hospital, being the second most frequently found in the samples of surgical incisions secretion. This study, in turn, isolated 3.84% (0.5/104) of the samples, and all of these proved sensitive to vancomycin; however, 75% (03/04) of the isolates were classified as MDR, thus pointing to an imminent risk of developing SSI, given that these microorganisms are producers of surface polysaccharides (enterococcal polysaccharide antigen) essential for biofilm development, which is directly linked to antimicrobial resistance as well as pathogenesis(27).

In the present study, 18.3% (19/104) of the bacteria isolated were gram-negative (E. coli, Proteus mirabilis, Acinetobacter sp. and Shigella sp.) species, where 21.05% (04/19) exhibited multidrug resistance (MDR) to the tested antimicrobials. Furthermore, this study also corroborates the findings of a previous research project(28) that shows that superbacteria are one of the biggest challenges faced in the hospital environment, especially in SSIs.

Moreover, the biofilm production capacity was evaluated, as this is a characteristic associated with bacterial virulence and resistance. The presence of biofilm can contribute to the persistence of HAIs and hinder appropriate treatment(29). The analysis revealed variations in biofilm production, with 66.34% (69/104) of the isolates classified as biofilm producers, 79.7% (55/69) as gram-positive bacteria and 20.3% (14/69) as gram-negative bacteria. The same was shown in a study(30) conducted at a hospital in Pokhara, Nepal, which assessed the contamination of frequently touched objects, and found a higher prevalence of S. aureus in the 181 samples analyzed, with 36.3% being methicillin-resistant and 31.8% being biofilm producers.

Study limitations

As the bacterial strains were being identified, the performance of several subcultures of the same sample was required so that the colony could be isolated to proceed with the identification flowchart. Therefore, a single sample required around 5 to 6 days for identification, due to the fact that a single plate exhibited polymicrobial growth.

Contributions to the fields of nursing, health, or public policy

HAIs can be prevented and controlled through the implementation of infection prevention and control measures at all levels of healthcare. Preventing HAIs is the responsibility of healthcare facilities and all staff members. Everyone must work together to reduce the risk of infection for both patients and healthcare workers themselves(31). The association between antimicrobial resistance and biofilm production highlights the need for the implementation of integrated infection control strategies, emphasizing the fundamental role of healthcare professionals, the early identification of bacteria, and the implementation of appropriate preventive measures essential to mitigating the risks of hospital-acquired infections associated with these microorganisms(32,33).

CONCLUSIONS

The results presented provide valuable insights for hospital health management, highlighting the importance of continuous surveillance, infection control practices, and the development of personalized therapeutic strategies to address microbiological diversity and antimicrobial resistance in hospital settings. Given these findings, it is necessary for staff working in the Operating Room (OR) to adopt improved cleaning and disinfection measures for surfaces and objects aiming to reduce the risk of cross-infections.

Funding Statement

The Research Support Foundation of the State of Goiás (FAPEG).

Footnotes

FUNDING: The Research Support Foundation of the State of Goiás (FAPEG).

AVAILABILITY OF DATA AND MATERIAL

The research data are available within the article.

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Perfil de resistência e produção de biofilmes de microrganismos isolados em centros cirúrgicos

Vanessa Oliveira Lopes de Moura I, Tainá Francisca Cardozo de Oliveira I, Eli Júnior Pereira Rodrigues I, Vanessa Bridi I, Stéfanne Rodrigues Rezende Ferreira I, Ludimila Paula Vaz Cardoso I, Berendina Elsina Bouwman I, Hanstter Hallison Alves Rezende I

RESUMO

Objetivos:

avaliar o perfil de resistência e formação de biofilme em isolados de centros cirúrgicos de 2 hospitais da região sudoeste de Goiás.

Métodos:

estudo de caráter experimental laboratorial, onde foram realizadas coletas durante os meses de março a agosto de 2023.

Resultados:

das 50 amostras coletadas, foram isoladas 104 bactérias, 81,7% (85/104) gram-positivas e 18,3% (19/104) gram-negativas. Destas, 55,3% (47/85) do gênero Staphylococcus foram classificadas como multidroga resistente e resistente a meticilina e 15,7% (3/19) das gram-negativas como multidroga resistente. 66,34% (69/104) foram produtoras de biofilme, sendo 79,7% (55/69) gram-positivas e 20,3% (14/69) gram-negativas.

Conclusões:

tal achado traz grande preocupação visto que estes microrganismos em ambientes hospitalares apresentam risco elevado para infecções de sítio cirúrgico de difícil tratamento devido às cepas multirresistentes.

Descritores: Centros Cirúrgicos, Infecção Hospitalar, Resistência Microbiana a Medicamentos, Staphylococcus aureus, Biofilmes.

INTRODUÇÃO

O ambiente hospitalar é um grande reservatório de microrganismos virulentos que pode acarretar aos pacientes Infecções Relacionadas à Assistência à Saúde (IRAS), principalmente em casos de internações prolongadas, procedimentos invasivos, cirúrgicos e ainda fatores exógenos relacionados ao ambiente, materiais e equipamentos. No Brasil, a preocupação com as IRAS vem crescendo desde a década de 1990, e atualmente representam a quarta causa de mortalidade em Unidade de Terapia Intensiva (UTI)(1,2).

Dados da Agência Nacional de Biossegurança (ANBIO), indicam que 80% dos hospitais não controlam adequadamente as IRAS. Além disso, dados da Agência Nacional de Saúde Suplementar (ANS), informam que mais de 45 mil brasileiros morrem anualmente em decorrência destas, e para a Organização Mundial de Saúde (OMS) esse número é ainda maior, chegando a 100 mil casos por ano(3-5).

A interação de diferentes microrganismos em um mesmo ambiente, principalmente hospitalar, favorece que estes desenvolvam algum mecanismo de resistência aos antimicrobianos(6,7), fato este que ocorre devido a diversas mutações, dificultando o tratamento de infecções bacterianas, podendo levar a resultados clínicos desfavoráveis, e até mesmo o óbito dos pacientes(6,8,9).

Outro agravante dos microrganismos hospitalares é a capacidade de produção de biofilmes, que consistem em uma camada de substância polimérica extracelular (SPE), composta por polissacarídeos, DNA extracelular, proteínas, lipídios, surfactantes, flagelos e pili, promovendo assim, proteção aos microrganismos ali presentes, sendo estes altamente resistentes a agentes antimicrobianos e desinfetantes ambientais(10,11).

No interior dos biofilmes, estes microrganismos têm a capacidade de interação/comunicação entre si, processo chamado de Quorum sensing (QS). Este fator facilita a transferência de plasmídeos de resistência a múltiplos antimicrobianos, favorecendo o desenvolvimento de doenças infecciosas persistentes. De acordo com o Instituto Nacional de Saúde dos Estados Unidos, cerca de 80% de todas as infecções no mundo estão associadas à presença de biofilmes(10,11).

Alguns ambientes hospitalares são mais suscetíveis a presença e crescimento de microrganismos, e dentre estes, encontra-se o centro cirúrgico, pois é um local de passagem de muitos pacientes e profissionais, com realização de diversos tipos de procedimentos invasivos, além de climatização artificial e ainda uso de materiais e equipamentos(12,13). Estas infecções podem ser classificadas como exógenas quando advindas de fonte externa ao paciente, ou endógenas provenientes dele mesmo. A exógena tem como principal fonte de transmissão o contato direto, mas pode ocorrer de forma indireta através de equipamentos, instrumentos e superfícies contaminadas, ou ainda material de implantes processados de forma inapropriada(14-17).

Devido a todos estes fatores relacionados, as IRAS, principalmente as Infecções de Sítio Cirúrgico (ISC), são uma preocupação significativa para a segurança dos pacientes, podendo ocorrer tanto em cirurgias de grande porte quanto em procedimentos menores(18).

BJETIVOS

Identificar, avaliar o perfil de resistência antimicrobiana e verificar a formação de biofilme de microrganismos isolados em superfícies de centros cirúrgicos.

MÉTODOS

Tipo ou delineamento de estudo

Revisão ética e aprovação foram dispensadas para este estudo, devido ao motivo de tratar-se de um estudo experimental laboratorial de coletas de amostras de superfícies, baseado no Revised Standards for Quality Improvement Reporting Excellence (SQUIRE 2.0)®(19).

Local

O estudo foi realizado no centro cirúrgico de duas instituições de saúde situadas no Sudoeste Goiano. Uma de média e outra alta complexidade, três e quatro salas cirúrgicas, que oferecem serviços em diversas áreas, como clínica médica, pediatria, obstetrícia, cirurgia geral, ortopedia, urologia, oftalmologia, otorrinolaringologia, entre outras.

As análises laboratoriais foram desenvolvidas no Laboratório de Bacteriologia e Micologia do curso de Biomedicina, da Universidade Federal de Jataí -GO (LBM-UFJ).

Período e coleta das amostras

As coletas foram realizadas entre os meses de março a agosto de 2023. Para identificar, avaliar o perfil de resistência antimicrobiana e verificar a formação de biofilme foram realizadas coletas utilizando Swabs estéreis umedecidos em solução salina à 0,9%, friccionadas por toda extensão das superfícies e objetos selecionados, que foram: teclados e mouses de computadores, fios de aparelho aspirador, fios de bisturi elétrico, pedal do bisturi elétrico, conectores do eletrodo do monitor cardíaco e braçadeiras do monitor de pressão arterial, obtendo um total de 50 amostras.

Após a coleta os Swabs foram colocados em tubos de ensaio previamente identificados contendo caldo Brain Heart Infusion (BHI) (HIMEDIA®), acondicionados em caixa térmica, e transportados ao LBM-UFJ, onde permaneceram incubados por 24 h em estufa Demanda Bioquímica de Oxigênio (BOD) com temperatura de 35°C-37ºC.

Análises microbiológicas

Pela turvação do caldo BHI (HIMEDIA®) foi determinado se houve ou não crescimento bacteriano. As amostras com crescimento foram semeadas por esgotamento em Ágar Sangue - AS (KASVI®) e incubadas por 24h em estufa BOD com temperatura de 35°C-37ºC. Após o período de incubação, foi observado se houve crescimento assim como a quantidade de colônias distintas em cada placa. As colônias diferentes morfologicamente foram re-inoculadas (isolamento secundário), para alcançar a pureza de cada uma das colônias, possibilitando a realização dos demais testes para identificação. As amostras previamente isoladas (observando padrão de hemólise e coloração de Gram) foram submetidas a provas bioquímicas tradicionais para identificação(20).

Análise de resistência e produção de biofilme

Para a realização do teste de sensibilidade aos antimicrobianos, foi utilizado o método de disco-difusão Kirby-Bauer(21), depositando-se discos de antimicrobianos em placa de Petri (140x15mm) contendo ágar Mueller Hinton (HIMEDIA®) previamente inoculado com cepa bacteriana isolada com aproximadamente 1,5 x 108 UFC/ml (0,5 da escala de McFarland), incubados a 35-37ºC por 24h. Os resultados foram interpretados comparando o diâmetro do halo de inibição com as classificações dos pontos de corte estabelecidos pelo Brazilian Committee on Antimicrobial Susceptibility Testing (BrCAST) e desta forma foram classificados como sensíveis, intermediários ou resistentes(21).

Foi realizada a avaliação do perfil de resistência a oxacilina aos grupo Staphylococcus, (sendo os resistentes classificados como MRSA - Staphylococcus aureus meticilina resistente, MRSE - Staphylococcus epidermidis meticilina resistente e MRSS- Staphylococcus saprophyticus meticilina resistente), à vancomicina aos Enterococcus sp. (sendo os resistentes classificados como VRE - Enterococcus resistente à vancomicina) e as Enterobactérias ao imipenem (sendo os resistentes classificados como: possível KPC)(21).

Para classificação do perfil de multirresistência, foram adotados os critérios propostos por Magiorakos et al. (22), onde os isolados que não apresentaram resistência ou apresentaram até duas classes foram classificados como Not MDR (Not multi drug resistance), os isolados que apresentaram resistência a pelo menos um representante em três ou mais classes de antimicrobiano foram classificados como MDR (multi drug resistance) e os isolados que apresentaram resistência a todos os agentes de todas as classes foram classificados como PDR (pan drug resistance)(22).

Para realização dos testes de produção de biofilme, os isolados foram descongelados e uma alíquota foi transferida para tudo de ensaio contendo o caldo BHI. Após 24 horas de incubação, o biofilme foi montado em placas de 96 poços, contendo 198 μL de meio enriquecido Caldo Tríptico de Soja - TSB (HIMEDIA®) e 2 μL de BHI + Cepa, sendo esta incubada a 35°C-37°C em estufa BOD por 48h. Posteriormente seguiu-se as etapas descritas por Stepanovic et al. (23), que contemplaram a fase de leitura da placa: lavagem da placa, fixação e coloração e por fim, mensuração dos resultados em leitora de placas de microtitulação (KASVI®). A interpretação foi expressa através do ponto de corte (Cut off - DOc) descrito no Quadro 1.

Quadro 1. Interpretação da produção de biofilme.

Classificação Análise entre DO e DOc*
Não produtora de biofilme DO ≤ DOc
Fraca produtora (+ ou 1) DOc < DO ≤ 2X DOc
Moderada produtora (++ ou 2) 2X DOc < DO ≤ 4X DOc
Forte produtora (+++ ou 3) 4X DOc < DO
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Fonte: Stepanovic et al.(23).

RESULTADOS

Os resultados obtidos a partir da análise microbiológica de amostras coletadas em dois hospitais apresentam uma visão abrangente da presença de microrganismos nessas instalações. Das 50 amostras analisadas, todas apresentaram crescimento de pelo menos um tipo de microrganismo, totalizando 104 bactérias isoladas. A caracterização das bactérias com base na coloração de Gram revelou uma predominância de bactérias gram-positivas, representando 81,7% (85/104) do total, em comparação com as bactérias gam-negativas, que constituíram 18,3% (19/104).

A Figura 1 fornece uma representação das espécies bacterianas identificadas (Staphylococcus sp. (4), Staphylococcus epidermidis (20), Staphylococcus aureus (38), Staphylococcus saprophyticus (7), Staphylococcus coagulase negativa (11), Streptococcus viridans (1), Enterococcus sp. (4), Proteus mirabilis (3), Escherichia coli (7), Shigella sp. (3) e Acinetobacter sp. (5).

Figura 1. Frequência de bactérias isoladas em superfícies e objetos de centros cirúrgicos de dois hospitais do sudoeste Goiano.

Figura 1

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Em relação aos mecanismos de resistência, no presente estudo foi observado que 57,7% (60/104) dos isolados apresentaram resistência aos antimicrobianos e foram classificadas como MDR de acordo com os critérios de Magioarakos et al.(12), seguindo para avaliação da capacidade de formação de biofilme observou-se que 66,3% (69/104) dos isolados possuem esta característica, sendo 89,8% (62/69) fracas produtoras, 5,8% (4/69) moderadas produtoras e 4,4% (3/69) fortes produtoras, conforme apresentado no Quadro 2.

Quadro 2. Origem da amostra, perfil de resistência e capacidade de produção de biofilme.

Isolado Superfície/Objeto Resistência as classes de antimicrobianos Produção de Biofilme Isolado Superfície/Objeto Resistência as classes de antimicrobianos Produção de Biofilme
1 Teclado MDR/MRSA Não produtora 20 Fio do bisturi elétrico MDR/MRSE Não produtora
2 Mouse MDR/MRSA Não produtora 21 Pedal do bisturi Not MDR Não produtora
3 Mouse MDR/MRSA Não produtora 22 Pedal do bisturi Not MDR Fraca produtora
4 Teclado MDR/MRSA Não produtora 23 Pedal do bisturi Not MDR Não produtora
5 Teclado MDR Não produtora 24 Aparelho de PA Not MDR Não produtora
6 Mouse MDR Não produtora 25 Conector do Eletrodo MDR/MRSE Não produtora
7 Teclado MDR/MRSA Não produtora 26 Conector do Eletrodo Not MDR Não produtora
8 Teclado MDR Não produtora 27 Fio do aspirador Not MDR Não produtora
9 Mouse Not MDR Não produtora 28 Fio do aspirador Not MDR Não produtora
10 Teclado MDR Fraca produtora 29 Fio do bisturi elétrico Not MDR Fraca produtora
11 Mouse MDR/MRSA Não produtora 30 Fio do bisturi elétrico MDR/MRSE Fraca produtora
12 Braçadeira de PA Not MDR Não produtora 31 Fio do bisturi elétrico MDR Não produtora
13 Braçadeira de PA Not MDR Fraca produtora 32 Pedal do bisturi elétrico Not MDR Não produtora
14 Braçadeira de PA MDR/MRSE Média produtora 33 Pedal bisturi MDR Fraca produtora
15 Conector do Eletrodo MDR/MRSA Fraca produtora 34 Pedal bisturi MDR/MRSE Fraca produtora
16 Conector do Eletrodo MDR/MRSE Não produtora 35 Braçadeira de PA MDR/MRSA Fraca produtora
17 Conector do Eletrodo MDR/MRSA Não produtora 36 Braçadeira de PA MDR/MRSE Não produtora
18 Fio do aspirador Not MDR Fraca produtora 37 Conector do Eletrodo MDR/MRSE Fraca produtora
19 Fio do aspirador Not MDR Fraca produtora 38 Fio do aspirador Not MDR Fraca produtora
39 Fio do aspirador Not MDR Fraca produtora 60 Teclado 3 Not MDR Não produtora
40 Fio bisturi elétrico Not MDR Fraca produtora 61 Teclado 3 Not MDR Fraca produtora
41 Fio bisturi elétrico MDR Fraca produtora 62 Teclado 3 MDR/MRSA Fraca produtora
42 Pedal bisturi Not MDR Não produtora 63 Mouse 3 MDR Forte produtora
43 Pedal bisturi Not MDR Fraca produtora 64 Mouse 3 Not MDR Fraca produtora
44 Teclado 1 MDR Fraca produtora 65 Teclado 4 Not MDR Moderada produtora
45 Teclado 1 Not MDR Fraca produtora 66 Teclado 4 MDR/MRSA Fraca produtora
46 Teclado 1 Not MDR Fraca produtora 67 Mouse 4 MDR Fraca produtora
47 Teclado 2 Not MDR Fraca produtora 68 Teclado 5 MDR Fraca produtora
48 Teclado 2 Not MDR Não produtora 69 Mouse 5 MDR Moderada produtora
49 Teclado 2 MDR/MRSE Fraca produtora 70 Teclado 6 MDR/MRSA Fraca produtora
50 Teclado 2 MDR/MRSA Fraca produtora 71 Mouse 6 MDR/MRSA Fraca produtora
51 Mouse 1 MDR/MRSA Fraca produtora 72 Mouse 6 MDR/MRSS Fraca produtora
52 Mouse 1 Not MDR Não produtora 73 Aparelho de PA MDR/MRSS Fraca produtora
53 Mouse 1 Not MDR Não produtora 74 Aparelho de PA MDR/MRSA Não produtora
54 Mouse 2 Not MDR Não produtora 75 Aparelho de PA MDR/KPC Fraca produtora
55 Mouse 2 MDR Fraca produtora 76 Aparelho de PA Not MDR Fraca produtora
56 Mouse 3 MDR Não produtora 77 Conector do Eletrodo MDR/MRSE Fraca produtora
57 Mouse 4 Not MDR Fraca produtora 78 Conector do Eletrodo MDR/KPC Fraca produtora
58 Mouse 5 MDR/MRSE Fraca produtora 79 Fio aspirador Not MDR Não produtora
59 Teclado 3 MDR/MRSE Fraca produtora 80 Fio bisturi elétrico Not MDR Não produtora
81 Fio bisturi elétrico Not MDR Fraca produtora 93 Fio aspirador MDR/MRSA Fraca produtora
82 Pedal bisturi MDR/MRSS Não produtora 94 Fio bisturi elétrico MDR/MRSA Fraca produtora
83 Aparelho de PA Not MDR Fraca produtora 95 Fio bisturi elétrico Not MDR Fraca produtora
84 Aparelho de PA Not MDR Moderada produtora 96 Pedal bisturi MDR/MRSA Fraca produtora
85 Conector do Eletrodo MDR/MRSA Fraca produtora 97 Pedal bisturi Not MDR Fraca produtora
86 Fio aspirador MDR/MRSS Fraca produtora 98 Pedal bisturi Not MDR Fraca produtora
87 Fio bisturi elétrico MDR/MRSS Fraca produtora 99 Pedal bisturi Not MDR Fraca produtora
88 Pedal bisturi MDR/MRSS Forte produtora 100 Pedal bisturi MDR/MRSA Fraca produtora
89 Pedal bisturi Not MDR Fraca produtora 101 Fio do monitor MDR Fraca produtora
90 Aparelho de PA MDR/MRSA Fraca produtora 102 Fio do monitor Not MDR Fraca produtora
91 Aparelho de PA MDR/MRSA Fraca produtora 103 Fio do monitor MDR/MRSE Fraca produtora
92 Conector do Eletrodo MDR/MRSA Forte produtora 104 Pedal do bisturi Not MDR Fraca produtora
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Not MDR - Not drug resistance; MDR - multi drug resistance; MRSA - Staphylococcus aureus meticilina resistente; MRSE - Staphylococcus epidermidis meticilina resistente; MRSS - Staphylococcus saprophyticus meticilina resistente; PA - pressão arterial; KPC - grupo klebsiella produtora de carbapenemase.

DISCUSSÃO

Dentre a IRAS a ISC se destaca por apresentar grande preocupação no ambiente hospitalar, e podem ser causadas por vasta gama de bactérias sejam gram-negativas e/ou gram-positivas(17). No centro cirúrgico, quando as medidas de prevenção não são implantadas ou ainda negligenciadas, o risco de uma infecção aumenta consideravelmente, podendo gerar danos temporários ou permanentes, e até mesmo o óbito dos pacientes(24).

No presente estudo evidenciou-se que em todas as superfícies nas quais houve coleta, foram isolados microrganismos, e dentre estas foram encontradas espécies causadoras de IRAS, com significativo perfil de resistência aos antimicrobianos, além da capacidade da produção de biofilme. Estes achados corroboram com estudo realizado em um hospital de Belo Horizonte, como o mesmo objetivo, que aponta dados significativos relacionados à incidência de microrganismos em superfícies e objetos de um centro cirúrgico, sendo estes: Acinetobacter baumannii, Enterobacter sp. e Staphylococcus coagulase negativa, bactérias possíveis causadores de IRAS destacando ISC, tendo em vista a presença de isolados com alto perfil de resistência aos antimicrobianos(25).

Outro estudo(13), avaliou o perfil bacteriano encontrado nas superfícies e equipamentos de um bloco cirúrgico, e em todas estas foram isolados microrganismos, com prevalência de cocos gram-positivos, sendo S. aureus o mais incidente, corroborando com os achados deste estudo, onde todas as superfícies e objetos testados apresentaram crescimento bacteriano, com predomínio do gênero Staphylococcus, destacando a prevalência de S. aureus. Este patógeno compõe a microbiota da pele humana, mas pode causar diversas infecções em ambiente hospitalar, tais como infecções respiratórias, sistêmicas e de sítio cirúrgico.

Pesquisa similar(26) também apontou maior prevalência da espécie S. aureus, a qual está intimamente ligada ao desenvolvimento IRAS principalmente por cepas resistentes a meticilina (MRSA). No presente estudo 77,8% (81/104) dos isolados são do gênero Staphylococcus, destes 58,02% (47/81) apresentaram resistência a oxaciclina classificados como MDR/MRSA, e 66,66% (54/81) são cepas produtoras de biofilme. Vale ressaltar que esta espécie possui a capacidade de produzir biofilme o que dificulta a resposta imunológica e terapêutica farmacológica(17).

Enterococcus sp. compreende um gênero de bactérias gram-positivas naturalmente encontradas no trato gastrointestinal, no entanto estudos apontam a presença de espécies de gênero com infecções hospitalares, apresentando relevância quando estas desenvolvem mecanismos de resistência contra vancomicina (VRE), visto que podem provocar infecções oportunistas e de fácil propagação no ambiente hospitalar. Estudo realizado em um hospital universitário(12), aponta elevados índices de prevalência por Enterococcus sp. em diversos setores do hospital, sendo o segundo mais encontrado nas amostras de secreção de incisões cirúrgicas. Este estudo por sua vez isolou 3,84% (05/104) amostras, e destas todas se mostraram sensíveis à vancomicina, no entanto, 75% (03/04) dos isolados foram classificados como MDR, apontando assim risco eminente de desenvolvimento de ISC, tendo em vista que estes microrganismos são produtores de polissacarídeo de superfícies (antígeno polissacarídeo enterocócico) essencial para o desenvolvimento de biofilme, o qual está diretamente ligado com a resistência aos antimicrobianos bem como na patogênese(27).

No presente estudo 18,3% (19/104) das bactérias isoladas foram espécies gram-negativas (E.coli, Proteus mirabilis, Acinetobacter sp. e Shigella sp.), onde 21,05% (04/19) apresentaram multirresistência (MDR) aos antimicrobianos testados. Ademais, este estudo também corrobora com os achados de uma pesquisa(28) realizada que aponta que as superbactérias são um dos maiores desafios enfrentados no ambiente hospitalar principalmente nas ISC.

Além disso, a capacidade de produção de biofilme foi avaliada, sendo uma característica associada à virulência e resistência bacteriana. A presença de biofilme pode contribuir para a persistência das IRAS e a dificuldade no tratamento adequado(29). A análise revelou variações na produção de biofilme, 66,34% (69/104) dos isolados foram classificados produtores de biofilme, 79,7% (55/69) em bactérias gram-positivas e 20,3% (14/69) em gram-negativas. Assim como um estudo(30) realizado em um hospital de Pokhara no Nepal, que avaliou a contaminação de objetos altamente tocáveis, e nas 181 amostras analisadas, verificou maior prevalência de S. aureus sendo que 36,3% foram resistentes a meticilina e 31,8% produtores de biofilme.

Limitações do estudo

Ao passo em que ocorria a identificação das cepas bacterianas, era necessário realizar vários repiques de uma mesma amostra para que a colônia fosse isolada para prosseguir com o fluxograma de identificação. Com isso, em uma única amostra era necessário em torno de 5 a 6 dias para ser identificada, devido ao fato de uma única placa apresentar crescimento polimicrobiano.

Contribuições para a área da enfermagem, saúde ou política pública

As IRAS podem ser prevenidas e controladas através da implementação de medidas de prevenção e controle de infecções em todos os níveis de cuidados de saúde. A prevenção das IRAS é responsabilidade das instituições de saúde e de toda a equipe de colaboradores. Todos devem trabalhar juntos para reduzir o risco de infecção tanto para os pacientes como para os próprios trabalhadores da saúde(31). A associação entre a resistência antimicrobiana e a produção de biofilme destaca a necessidade de implantação de estratégias integradas de controle de infecções, ressaltando o papel fundamental dos profissionais de saúde, a identificação precoce das bactérias e a implementação de medidas preventivas adequadas fundamentais para mitigar os riscos de infecções hospitalares associadas a esses microrganismos(32,33).

CONCLUSÕES

Os resultados apresentados fornecem insights valiosos para a gestão de saúde hospitalar, destacando a importância da vigilância contínua, práticas de controle de infecções e o desenvolvimento de estratégias terapêuticas personalizadas para abordar a diversidade microbiológica e a resistência antimicrobiana em ambientes hospitalares. Diante de tais achados, torna-se necessário que os colaboradores que atuam no Centro Cirúrgico (CC), adotem melhores medidas de limpeza e desinfecção das superfícies e objetos a fim de diminuir o risco de infecções cruzadas.

Funding Statement

A Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de Goiás (FAPEG).

Footnotes

FOMENTO: A Fundação de Amparo à Pesquisa do Estado de Goiás (FAPEG).

DISPONIBILIDADE DE DADOS E MATERIAL

Os dados de pesquisa estão disponíveis no corpo do artigo.

Associated Data

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