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. 2018 Oct 9;79(1):53–62. doi: 10.1055/a-0664-8619

Concept Paper on the Technique of Cryopreservation, Removal and Transplantation of Ovarian Tissue for Fertility Preservation

Konzeptpapier zur Technik der Kryokonservierung, Entnahme und der Transplantation von Ovarialgewebe zum Fertilitätserhalt

Matthias W Beckmann 1, Laura Lotz 1, Bettina Toth 2, Dunja Maria Baston-Büst 3, Tanja Fehm 3, Torsten Frambach 4, Ariane Germeyer 5, Maren Goeckenjan 6, Felix Häberlin 7, Melanie Henes 8, Jens Hirchenhain 3, Stephanie Hübner 8, Matthias Korell 9, Jan-Steffen Krüssel 3, Andreas Müller 10, Jochen Reinsberg 11, Roxana Schwab 12, Stephan Seitz 13, Marc Sütterlin 14, Hans van der Ven 11, Katrin van der Ven 11, Katharina Winkler-Crepaz 2, Pauline Wimberger 6, Michael von Wolff 15, Jana Liebenthron 3, Ralf Dittrich 1,✉
PMCID: PMC6336469  PMID: 30686834

Abstract

The cryopreservation of ovarian tissue with subsequent transplantation of the tissue represents an established method of fertility protection for female patients who have to undergo gonadotoxic therapy. The procedure can be performed at any point in the cycle and thus generally does not lead to any delay in oncological therapy. With the aid of this procedure, more than 130 births to date worldwide have been able to be recorded. The birth rate is currently approximately 30% and it can be assumed that this will increase through the further optimisation of the cryopreservation and surgical technique. The concept paper presented here is intended to provide guidance for managing cryopreservation and transplantation of ovarian tissue to German-speaking reproductive medicine centres.

Key words: Ferti PROTEKT , fertility protection, ovarian tissue, cryopreservation, transplantation

Introduction

Based on advancements in systemic drug (chemotherapy, targeted therapy) and locoregional therapy (surgery, radiation therapy), the survival rate in malignant and non-malignant diseases has significantly improved. However, the treatments frequently lead to a partial or complete impairment of gonad function with possible germ cell loss. Therefore it is important to counsel female patients prior to gonadotoxic therapy with regard to preserving their fertility. By now, there are a number of fertility-protecting techniques which offer a realistic chance of a later pregnancy. In addition to gonadal transposition prior to radiotherapy, drug-based gonad protection using GnRH analogues and cryopreservation of fertilised and unfertilised oocytes, the removal and cryopreservation of ovarian tissue represents a promising option for girls and women 1 ,  2 ,  3 .

The cryopreservation of ovarian tissue with subsequent transplantation is a method of fertility preservation which can be performed very shortly before cytotoxic therapy. It can take place at any point in the cycle and thus generally does not lead to any delay in oncological therapy 4 ,  5 . Since the first births following ovarian tissue transplantation in 2004 worldwide 6 and in 2011 in Germany 7 , the method has been increasingly used in routine clinical practice. In the Ferti PROTEKT network (Germany, Austria and Switzerland), 163 transplantations were performed in 126 women by January 2018 8 . The figures from Germany are comparable with the successes internationally. In total, there have been more than 130 births following orthotopic transplantation of cryopreserved ovarian tissue to date worldwide 8 ,  9 ,  10 ,  11 ,  12 . The birth rate is currently approximately 30 – 35% and it can be assumed that this will increase further through optimisation of cryopreservation and surgical technique 13 . The transplantation of cryopreserved ovarian tissue is thus an established option for fertility protection for oncological patients 14 ,  15 ,  16 .

The concept paper presented here is intended to provide recommendations for action for the removal, transport, cryopreservation and transplantation of ovarian tissue in German-speaking reproductive medical centres and thus at centres of the Ferti PROTEKT network. This is to ensure the quality of the cryopreservation and transplantation of ovarian tissue at the individual centres with the objective of offering an optimal and consistent standard.

These are not recommendations in the sense of a guideline but rather a joint decision by leading experts on the subjects of removal, cryopreservation and transplantation of ovarian tissue. For this reason, the nomenclature does not correspond to the recommendation classifications of a guideline.

Removal of Ovarian Tissue

From whom and up to which age should ovarian tissue be removed?

The chances for a later pregnancy are greater the higher the ovarian reserve is, that is, the follicular density in the cryopreserved and transplanted ovarian tissue 17 ,  18 . The Edinburgh criteria indicate an age limit of 35 years 19 , while other international publications mention a maximum age of 40 years 20 . In a publication by van der Ven et al., the pregnancy rates following transplantation of ovarian tissue were 33% in women who were under age 35 at the time of cryopreservation, in comparison to 18% in women who were over age 35 at the time of cryopreservation. In women over age 40, no pregnancy was able to be achieved 8 .

The cryopreservation of ovarian tissue can also be performed on pre- and peripubertal girls 21 . There are case reports indicating that an induction of puberty can be achieved through the transplantation of prepubertal ovarian tissue 22 ,  23 . In addition, there is a case report of a birth following transplantation of cryopreserved premenarchal tissue 24 . This shows that transplantation following prepubertal cryopreservation of ovarian tissue can lead to pregnancies. However, in this regard, it must be borne in mind that the patient was already 13 years old with the onset of thelarche at the time the tissue was removed 24 . In addition, there is a press release of a birth following transplantation of ovarian tissue which had been cryopreserved prior to menarche at the age of 9 years 25 . The indication for cryopreservation of ovarian tissue in pre- and peripubertal girls is currently still unclear and requires an individual assessment of the type of therapy and also of the gonadotoxic dose 1 .

On which chemotherapy and from which level of risk for premature ovarian insufficiency (POI) should ovarian tissue be removed?

The cryopreservation of ovarian tissue is recommended for women in whom the preservation of ovarian function is directly or indirectly threatened due to an underlying oncological, haematological, or other illness 4 . This particularly applies in the case of upcoming gonadotoxic chemotherapy or radiation in the lesser pelvis.

The removal and cryopreservation of ovarian tissue should in particular be offered to all women with a high and intermediate risk of premature ovarian insufficiency (POI). However, even in women with a low risk of permanent amenorrhea, this option should be discussed with the patient. In doing so, it should be taken into account that a risk of POI of ≤ 20% means that one out of every five women who receives one of these chemotherapy regimens is at risk of suffering POI. The ovariotoxic effect of various chemotherapeutic agents and radiation can be found in the tables ( Tables 1 and 2 ) of the S2k guideline “Fertility preservation in oncological therapies” 1 .

Table 1  Ovariotoxic effect of various chemotherapeutic agents 1 .

Risk Regimen/substance
High risk (> 80% risk of permanent amenorrhoea)

  • CMF, CEF, CAF, TAC × 6 in women ≥ 40 years

  • Conditioning for stem cell transplantation (particularly alkylating-agent-based myeloablative conditioning with busulfan, cyclophosphamide, melphalan)

  • BEACOPP × 6 – 8 in women > 35 years
Intermediate risk (40 – 60% risk of permanent amenorrhoea)

  • CMF, CEF, CAF, TAC × 6 in women 30 – 39 years

  • AC × 4 in women ≥ 40 years

  • AC or EC × 4 → taxane

  • BEACOPP × 6 – 8 in women 25 – 35 years

  • CHOP × 6 in women ≥ 35 years

  • Therapy typical for bone and soft tissue sarcomas
Low risk (< 20% risk of permanent amenorrhoea)

  • CMF, CEF, CAF, TAC × 6 in women ≤ 30 years

  • AC × 4 in women ≤ 40 years

  • BEACOPP × 6 – 8 in women < 25 years

  • ABVD × 2 – 4

  • CHOP × 6 in women < 35 years

  • CVP

  • Therapy typical for AML (anthracycline/cytarabine)

  • Therapy typical for ALL (multi-agent)

  • FOLFOX in women ≤ 40 years
Very low or no risk of permanent amenorrhoea

  • Methotrexate

  • Fluorouracil

  • Vincristine
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Table 2  Gonadotoxicity in the case of radiation of the ovary and risk of ovarian insufficiency (modified according to 26 ).

Effective sterilising dose (ESD) Ovarian radiation dose (Gy)
No relevant effects 0.6
No relevant effects at < 40 years 1.5
0 years 20.3
10 years 18.4
20 years 16.5
30 years 14.3
40 years 6
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How should the tissue be removed?

The gold standard for the removal of ovarian tissue is laparoscopy. A laparotomy should only be performed if this is necessary within the scope of the underlying oncological diseases. In the case of removal of ovarian tissue, chromopertubation should be performed under certain conditions (see Fig. 1 ). If unilateral tubal occlusion is seen, the ovarian tissue should be taken on this side in order to preserve the potentially still functioning ovarian tissue on the side with the patent tube. If no POI occurs, an optimal site is available there later for a transplantation. However, it should preferably be ensured that ovarian tissue is not taken on the side of a corpus luteum or a preovulatory follicle or in the case of existing ovarian cysts, since the follicular density of the ovarian tissue to be cryopreserved may be limited here and the cortex quality in any case.

Fig. 1.

Fig. 1

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 Algorithm for the removal of ovarian tissue.

The ovarian tissue should be detached using scissors without electrical coagulation 27 ,  28 ,  29 . Haemostasis of the wound surface should be performed on the remaining ovary without forming additional areas of necrosis. There are no evidence-based studies available on the various techniques (coagulation, sutures) ( Fig. 2 ).

Fig. 2.

Fig. 2

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 Removal of ovarian tissue via laparoscopy (photo from Department of Obstetrics and Gynaecology, Erlangen).

The surgical risks of removing ovarian tissue are low 27 ,  28 ,  29 . There is an increased risk of infections and bleeding which is only dependent on the oncological disease. The removal of ovarian tissue is anticipated to involve one complication per 500 laparoscopies which necessitates surgical revision 30 .

A histological examination of a reference sample of the ovarian tissue taken to rule out malignant cells and to identify follicles (a tissue fragment from the ovarian tissue taken measuring at least 2 × 2 mm) should be performed and documented by the centre at which the ovarian tissue was removed. The risks of ovarian metastasis and the resultant consequences can be found in the S2k guideline “Fertility preservation in oncological diseases” 1 .

How much ovarian tissue should be taken?

At least ½ to ⅔ of the ovary should be taken antimesenterically 27 ,  28 ,  29 ( Fig. 2 ). Bilateral removal at the ovaries should be considered to be an exception (for example, in the case of bilateral ovarian cysts). Due to the small amount of material, biopsies should not be performed 27 ,  28 ,  29 . However, the patient should also be informed of the possibility for a unilateral ovariectomy, particularly in the case of a high risk of POI. Data show that after a unilateral ovariectomy, menopause can occur approximately one year earlier 31 .

Transport of Ovarian Tissue

How and at which temperature should ovarian tissue be transported after removal and prior to cryopreservation?

Those facilities which do not have possibilities for performing cryopreservation of ovarian tissue themselves can send the ovarian tissue for tissue processing to specialised centres with an affiliated cryobank 32 .

For most organ and tissue transport (for example, kidney, liver), low temperatures are generally selected. The data regarding the transport of ovarian tissue are limited. In the few investigations conducted, the transport temperature varied between 4 – 37 °C (10 – 13). Most studies show that the best conditions are found in the case of low temperatures, around 4 °C. Low temperatures ensure that the cellular metabolism is decreased in the corresponding tissue/organ. In this connection, the need for and, at the same time, the consumption of oxygen are also reduced.

There are suitable transport contains with special pairs of cold packs for the transport of ovarian tissue. The transport container ensures continuous cooling of the tissue during transport at 4 °C and is provided by the respective cryobank ( Fig. 3 ).

Fig. 3.

Fig. 3

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 Transport container for ovarian tissue.

How long can ovarian tissue be transported prior to cryopreservation (transport period)?

The transport box can be shipped during the day via daytime courier service or overnight via express courier service. The maximum transport time of the tissue without a significant loss of follicles anticipated is currently not yet sufficiently proven. Investigations show that hypothermia of the ovarian tissue during various transport periods can last up to 24 hours without lasting damage to the follicular reserve 33 ,  34 ,  35 ,  36 .

Which transport medium should be used?

Various transport media are described by different working groups in the literature 35 ,  36 ,  37 ,  38 . There are no adequate investigations which show which transport medium is most suitable. In the case of organ and tissue transplants, Custodiol ® is a certified and approved medium which must be used under chilled conditions (4 – 8 °C) 39 .

Cryopreservation of Ovarian Tissue

Slow freezing vs. vitrification?

In general, two freezing techniques are used in reproductive medicine: the slow freezing method, a cryopreservation method with equilibration, and vitrification, a freezing method without equilibration 32 . Both methods are used worldwide in the cryopreservation of ovarian tissue. In routine practice, because of the better pool of data available, the slow-freezing method is currently recommended 1 ,  5 ,  40 . Apart from two published births following transplantation of vitrified ovarian tissue, the tissue in the case of all other births was slowly frozen 41 ,  42 . The future significance of vitrification cannot yet be estimated due to the current data and validations are needed for universal clinical use 43 .

Slow freezing with cooling rates of 0.3 °C/min requires the use of freezers. In a computer-controlled slow-freezing method, the samples are cooled down according to a modified programme 44 such that they can subsequently be stored indefinitely in a nitrogen gas phase (at − 190 °C). Clear identification of the stored samples must be ensured, for example, through the use of the single European code or a comparable coding system.

How should the ovarian tissue be processed?

According to the standards of an IVF laboratory, a suitable room with a sterile class II laminar air flow unit in which surgical preparation can take place should be available for processing the ovarian tissue prior to freezing. In the case of chilled preparation, the ovarian medulla is to be carefully dissected away from the ovarian cortex and in doing so, a thin portion of residual stroma should be left to ensure that there is an optimal starting point for neovascularisation of the transplants later 43 . Depending on the size and quality, pieces of ovarian tissue measuring 3 × 2 × 1 mm up to a maximum of 4 × 8 × 1 mm should be cut from the prepared cortex ( Fig. 4 ). The size of the pieces should be listed in the transplantation record.

Fig. 4.

Fig. 4

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 Cut ovarian tissue pieces.

Which freezing medium should be used?

The choice of the cryoprotective used is an important point which is largely responsible for whether cryopreservation is successful. Glycerine, ethylene glycol, DMSO and propanediol in combination with corresponding carrier media and a protein supplement are available for this 34 ,  36 ,  45 ,  46 . Using the cryoprotectives ethylene glycol, propanediol or DMSO, similarly good survival rates of the germ cells as well as intact tissue morphologies and cell structures are demonstrated following cryopreservation and subsequent thawing; glycerine performed the worst in investigations 34 ,  36 ,  45 ,  46 . Internationally, DMSO is the most frequently used and best established cryoprotective for ovarian tissue 41 ,  47 ,  48 .

Vitality testing of the ovarian tissue?

The prepared ovarian tissue is examined for quality assurance prior to cryopreservation and also during preparation for a transplantation in the case of premature ovarian failure following cytotoxic therapy. The examinations ensure that the removal of the tissue, its transport/processing and also the cryopreservation and thawing have not led to any relevant damage to the tissue – likewise, a possible cortex potential (number of primordial follicles in a particular area) of each patient is individually determined.

Small, standardised biopsy punches from various peripheral areas are methodically produced for this as part of the preparation of the ovarian tissue taken; following tissue digestion and calcein-acetoxymethyl ester staining or a live-dead assay, these punches are analysed for the number of vital primordial follicles. The concentration of vital primordial follicles and the anti-Müller hormone level in the serum, the antral follicle count and the age of the patient (all determined at the time that the ovarian tissue is removed or before the start of cytotoxic therapy) are considered to be parameters for determining the fertility reserve – but also for later determination of the number of ovarian cortex pieces to be transplanted.

For the validation of a facility which processes ovarian tissue, the Ferti PROTEKT network recommends that cryopreserving centres have their freezing technique checked through a xenotransplantation of ovarian tissue on immunodeficient severe-combined-immunodeficiency (SCID) mice before offering cryopreservation of ovarian tissue in routine clinical practice. This is able to show that the follicles have a qualitative development potential/follicular growth following cryopreservation and thawing.

Transplantation of Ovarian Tissue

When should ovarian tissue be transplanted and up to which age?

Transplantation of ovarian tissue should take place after successful oncological therapy in female patients with a manifest desire for a child and in the case of failure of ovarian function, for the resumption of folliculogenesis and to lead to a pregnancy 49 . A transplantation can be considered even in patients who still have a regular cycle but limited ovarian reserve. Transplantation to restore longstanding ovarian function which would, where applicable, replace necessary hormone replacement therapy should not be primarily recommended due to the limited activity of the transplanted tissue 50 . Prior to transplantation, especially if there is no POI and nevertheless a transplantation is being considered, the couple should undergo a basic clarification of causes of infertility to rule out or correct other causes of infertility or this should be included in the further treatment planning.

The age of 45 years should not be exceeded as an age limit for a transplantation 51 . If a transplantation is to be recommended at the earliest following oncological treatment, this should be determined depending on the underlying oncological disease and individually together with the attending oncologists, taking the age of the patient and the oncological prognosis into account.

How should the ovarian tissue be transplanted (surgical technique and site of transplantation)?

The transplantation of ovarian tissue is generally performed via laparoscopy 27 ,  28 ,  29 . In routine clinical practice, orthotopic transplantation is primarily used. In an orthotopic transplantation, the ovarian tissue is transplanted either in the pelvic wall caudodorsal to the ovaries or in/on the ovary. Internationally, various orthotopic transplantation techniques are described 27 ,  28 ,  29 . It is still unclear which of the techniques and which locations lead to the greatest chances for pregnancy.

The better circulation in the pelvic wall and the easier surgical feasibility (and the associated low surgical risk for the patient) are reasons for transplantation under the pelvic peritoneum as compared to the situation in the generally significantly atrophied ovary.

The parietal peritoneum of the ovarian fossa is incised for this purpose over a length of approximately 0.5 – 1 cm. A subperitoneal pocket is created by blunt dissection and the tissue pieces are implanted in the pocket. The tissue pieces should preferably lie side by side and not on top of each other ( Fig. 5 ). If the ovarian tissue is to be taken once again (for example, if there is an increased risk of a predisposition), the tissue should be marked, for example, with titanium clips ( Fig. 6 ). Documentation of the site of transplantation should be ensured.

Fig. 5.

Fig. 5

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 Orthotopic transplantation of ovarian tissue in a peritoneal pocket of the pelvic peritoneum of the ovarian fossa.

Fig. 6.

Fig. 6

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 Marking the transplantation site with titanium clips.

Please refer to the corresponding literature in the case of transplantation in/on the ovary 2 ,  27 .

In general, it is not recommended to transplant all of the cryopreserved material at once but rather to implant only approximately ⅓ to ½ of the available tissue in order to have tissue in reserve in the event of repeat loss of ovarian function 1 . However, the patientʼs age in the case of an ovarian transplantation should also be taken into account.

A natural pregnancy is possible in principle in the case of an orthotopic transplantation under the pelvic peritoneum. Therefore in the case of an ovarian tissue transplantation, a fertility assessment (tubal, uterine and extrauterine factors) and correction, if necessary, should be performed 1 ; that is, in the case of an ovarian tissue transplantation, it is recommended to check the patency of the Fallopian tubes by means of “chromo”-pertubation (with NaCl) and also to consider a hysteroscopy to rule out polyps, myomas, adhesions or chronic endometritis. The transplantation is performed on the side on which the tube is patent and the anatomical conditions are the most favourable ( Fig. 7 ).

Fig. 7.

Fig. 7

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 Algorithm for selecting the transplantation side.

The risks of surgery are comparable to the risks in the case of other laparoscopic procedures. Possible risks are secondary haemorrhage or a wound infection which occur in < 1% of cases 27 ,  28 ,  29 .

Follow-up Care of Patients Who Have Undergone Transplantation

What follow-up care should be provided?

The ovarian function can be restored in 80 – 85% of cases through transplantations of ovarian tissue 15 . It takes between 2 to 6 months for the transplanted ovarian tissue to show signs of resumption of its function (drop in FSH, rise in oestradiol) 48 . A spontaneous pregnancy can be attempted if the tubes are patent and there are no other relevant infertility factors. To increase the likelihood of conception, the patient can be offered cycle monitoring with induction of ovulation through HCG within the framework of intercourse at the optimal time. In the case of occluded tubes or other infertility factors, assisted reproductive medicine techniques (IVF; ICSI) must be used. If there is a high follicle density (antral follicle count and AMH), gonadotropin stimulation can be considered, depending on the patientʼs age and the underlying oncological disease, in order to accelerate conception, if applicable. Alternatively, egg cells obtained in several spontaneous cycles or stimulated cycles can also be vitrified so that an egg cell pool is created for later use in an assisted reproductive medicine technique 52 . To increase the rate of implantation, particularly in the case of whole-body radiation and radiation of the lesser pelvis, other diagnostic measures, such as diagnostic endometrial procedures to analyse the endometrial receptivity profile, can be offered. After one year, approximately ⅔ of the transplants are still active. The tissue transplants which initially showed good activity are generally active for several years. The mean length of ovarian function after transplantation is about 4 to 7 years on average, however this depends on the number of follicles in the ovarian tissue and the age of the woman at the time of cryopreservation 11 . If there are no signs of activity seen after approximately ½ year after transplantation, another transplantation of cryopreserved ovarian tissue should be considered.

Conflict of Interest/Interessenkonflikt The authors declare that they have no conflict of interest./Die Autoren geben an, dass kein Interessenkonflikt besteht.

*

Equal authorship

*

gleichberechtigte Autorenschaft

Joint Decision.

The cryopreservation of ovarian tissue should be performed prior to the start of gonadotoxic therapy in girls and women only up to the age of 40 years. Ovarian cryopreservation can also be considered on a case-by-case basis in prepubertal girls, taking the gonadotoxic therapy and the risks of the surgical procedure into account.

Joint Decision.

The cryopreservation of ovarian tissue should be offered when there is a high or intermediate risk and – on a case-by-case basis – also when there is a low risk of premature ovarian insufficiency due to gonadotoxic therapy.

Joint Decision.

  • The gold standard for the removal of ovarian tissue is laparoscopy.

  • A laparotomy should only be performed if this is necessary within the scope of the underlying oncological disease.

  • The ovarian tissue should be detached using scissors and sources of bleeding should only be coagulated in a targeted manner afterwards (punctate coagulation).

  • Histology to rule out malignant cells in the ovarian tissue (at least 2 × 2 mm) must be performed by the centre at which the ovarian tissue was removed.

Joint Decision.

At least ½ to ⅔ of an ovary (preferably without ovarian pathologies) should be removed. Bilateral removal should be performed only in exceptional cases. Biopsies are not recommended.

Joint Decision.

Prior to cryopreservation, ovarian tissue should be transported chilled (4 – 8 °C) in special transport containers.

Joint Decision.

The transport of ovarian tissue up to 24 hours prior to cryopreservation is possible.

Joint Decision.

Custodiol ® or a comparable medium should be used under chilled conditions (4 – 8 °C) as a transport medium.

Joint Decision.

Based on the better pool of data available, ovarian tissue should at present be cryopreserved in routine practice with the established slow-freezing method.

Joint decision.

  • The ovarian tissue should be processed in a suitable room under a sterile class II laminar air flow.

  • The ovarian tissue pieces should measure between 3 × 2 × 1 mm up to a maximum of 4 × 8 × 1 mm. The size of the ovarian tissue pieces should be listed in the transplantation record.

Joint Decision.

DMSO or, alternatively, ethylene glycol can be used as a cryoprotective.

Joint Decision.

Vitality testing with a suitable assay should be performed before freezing and before transplantation.

Joint Decision.

  • Transplantation of ovarian tissue should be performed in women with a manifest desire for a child and failure of ovarian function (amenorrhoea/oligomenorrhoea), up to the age of 45 years.

  • A basic clarification of causes of infertility should be performed prior to transplantation.

Joint Decision.

  • The transplantation of ovarian tissue is performed laparoscopically.

  • In the case of a transplantation, a “chromo”-pertubation (for example, with NaCl) should be performed.

  • Blunt preparation of a pocket is performed in the pelvic peritoneum for this purpose and the ovarian tissue is introduced into this pocket.

  • If the ovarian tissue preparation is to be taken again later, it is recommended to mark the transplantation site (e.g. titanium clips).

Joint Decision.

  • Patients with amenorrhoea should be offered a monthly blood test (FSH, oestradiol, progesterone) 8 – 10 weeks before the transplantation until signs of activity are detected, and every two months, an ultrasound examination should be offered.

  • If there are signs of activity of the transplanted ovarian tissue, it is recommended to perform cycle monitoring to increase the chances of pregnancy, after other causes of infertility have been clarified.

  • In patients with causes of infertility (such as tubal infertility, reduced male fertility) ART measures must be taken.

  • Patients who still had an active cycle prior to transplantation should be offered monthly cycle monitoring 8 – 10 weeks after the transplantation.

  • Stimulation can be considered depending on the individual situation (follicular density, number of attempts to conceive, tumour entity).

References/Literatur

  • 1.Fertility preservation for patients with malignant disease. Guideline of the DGGG, DGU and DGRM (S2k-Level, AWMF Registry No. 015/082, November 2017)Online:http://www.awmf.org/leitlinien/detail/ll/015-082.htmllast access: 13.06.2018 [DOI] [PMC free article] [PubMed]
  • 2.von Wolff M, Germeyer A, Liebenthron J. Practical recommendations for fertility preservation in women by the FertiPROTEKT network. Part II: fertility preservation techniques. Arch Gynecol Obstet. 2018;297:257–267. doi: 10.1007/s00404-017-4595-2. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 3.Winkler-Crepaz K, Bottcher B, Toth B. What is new in 2017? Update on fertility preservation in cancer patients. Minerva Endocrinol. 2017;42:331–339. doi: 10.23736/S0391-1977.17.02633-5. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 4.International Society for Fertility Preservation–ESHRE–ASRM Expert Working Group . Martinez F. Update on fertility preservation from the Barcelona International Society for Fertility Preservation-ESHRE-ASRM 2015 expert meeting: indications, results and future perspectives. Fertil Steril. 2017;108:407–4.15E13. doi: 10.1016/j.fertnstert.2017.05.024. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 5.Practice Committee of American Society for Reproductive Medicine . Ovarian tissue cryopreservation: a committee opinion. Fertil Steril. 2014;101:1237–1243. doi: 10.1016/j.fertnstert.2014.02.052. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 6.Donnez J, Dolmans M M, Demylle D. Livebirth after orthotopic transplantation of cryopreserved ovarian tissue. Lancet. 2004;364:1405–1410. doi: 10.1016/S0140-6736(04)17222-X. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 7.Muller A, Keller K, Wacker J. Retransplantation of cryopreserved ovarian tissue: the first live birth in Germany. Dtsch Arztebl Int. 2012;109:8–13. doi: 10.3238/arztebl.2012.0008. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 8.Van der Ven H, Liebenthron J, Beckmann M. Ninety-five orthotopic transplantations in 74 women of ovarian tissue after cytotoxic treatment in a fertility preservation network: tissue activity, pregnancy and delivery rates. Hum Reprod. 2016;31:2031–2041. doi: 10.1093/humrep/dew165. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 9.Jensen A K, Macklon K T, Fedder J. 86 successful births and 9 ongoing pregnancies worldwide in women transplanted with frozen-thawed ovarian tissue: focus on birth and perinatal outcome in 40 of these children. J Assist Reprod Genet. 2017;34:325–336. doi: 10.1007/s10815-016-0843-9. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 10.Pacheco F, Oktay K. Current Success and Efficiency of Autologous Ovarian Transplantation: A Meta-Analysis. Reprod Sci. 2017;24:1111–1120. doi: 10.1177/1933719117702251. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 11.Donnez J, Dolmans M M. Ovarian cortex transplantation: 60 reported live births brings the success and worldwide expansion of the technique towards routine clinical practice. J Assist Reprod Genet. 2015;32:1167–1170. doi: 10.1007/s10815-015-0544-9. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 12.Dittrich R, Hackl J, Lotz L. Pregnancies and live births after 20 transplantations of cryopreserved ovarian tissue in a single center. Fertil Steril. 2015;103:462–468. doi: 10.1016/j.fertnstert.2014.10.045. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 13.Jadoul P, Guilmain A, Squifflet J. Efficacy of ovarian tissue cryopreservation for fertility preservation: lessons learned from 545 cases. Hum Reprod. 2017;32:1046–1054. doi: 10.1093/humrep/dex040. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 14.Lotz L, Maktabi A, Hoffmann I. Ovarian tissue cryopreservation and retransplantation – what do patients think about it? Reprod Biomed Online. 2016 doi: 10.1016/j.rbmo.2015.12.012. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 15.Gellert S E, Pors S E, Kristensen S G. Transplantation of frozen-thawed ovarian tissue: an update on worldwide activity published in peer-reviewed papers and on the Danish cohort. J Assist Reprod Genet. 2018 doi: 10.1007/s10815-018-1144-2. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 16.Pacheco F, Oktay K. Current Success and Efficiency of Autologous Ovarian Transplantation: A Meta-Analysis. Reprod Sci. 2017;24:1111–1120. doi: 10.1177/1933719117702251. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 17.von Wolff M, Montag M, Dittrich R. Fertility preservation in women–a practical guide to preservation techniques and therapeutic strategies in breast cancer, Hodgkinʼs lymphoma and borderline ovarian tumours by the fertility preservation network FertiPROTEKT. Arch Gynecol Obstet. 2011;284:427–435. doi: 10.1007/s00404-011-1874-1. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 18.Dittrich R, Mueller A, Binder H. First retransplantation of cryopreserved ovarian tissue following cancer therapy in Germany. Dtsch Arztebl Int. 2008;105:274–278. doi: 10.3238/arztebl.2008.0274. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 19.Wallace W H, Smith A G, Kelsey T W. Fertility preservation for girls and young women with cancer: population-based validation of criteria for ovarian tissue cryopreservation. Lancet Oncol. 2014;15:1129–1136. doi: 10.1016/S1470-2045(14)70334-1. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 20.Schuring A N, Fehm T, Behringer K. Practical recommendations for fertility preservation in women by the FertiPROTEKT network. Part I: Indications for fertility preservation. Arch Gynecol Obstet. 2018;297:241–255. doi: 10.1007/s00404-017-4594-3. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 21.Jensen A K, Rechnitzer C, Macklon K T. Cryopreservation of ovarian tissue for fertility preservation in a large cohort of young girls: focus on pubertal development. Hum Reprod. 2017;32:154–164. doi: 10.1093/humrep/dew273. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 22.Anderson R A, Hindmarsh P C, Wallace W H. Induction of puberty by autograft of cryopreserved ovarian tissue in a patient previously treated for Ewing sarcoma. Eur J Cancer. 2013;49:2960–2961. doi: 10.1016/j.ejca.2013.04.031. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 23.Poirot C, Abirached F, Prades M. Induction of puberty by autograft of cryopreserved ovarian tissue. Lancet. 2012;379:588. doi: 10.1016/S0140-6736(11)61781-9. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 24.Demeestere I, Simon P, Dedeken L. Live birth after autograft of ovarian tissue cryopreserved during childhood. Hum Reprod. 2015;30:2107–2109. doi: 10.1093/humrep/dev128. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 25.Senthilingam M.Women is first to have baby with ovaries frozen in childhood. CNN-Meldung vom 16. Dezember 2016Online:http://daebl.de/UX32last access: 01.05.2018
  • 26.Wallace W H, Thomson A B, Saran F. Predicting age of ovarian failure after radiation to a field that includes the ovaries. Int J Radiat Oncol Biol Phys. 2005;62:738–744. doi: 10.1016/j.ijrobp.2004.11.038. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 27.Beckmann M W, Dittrich R, Lotz L. Fertility protection: complications of surgery and results of removal and transplantation of ovarian tissue. Reprod Biomed Online. 2018;36:188–196. doi: 10.1016/j.rbmo.2017.10.109. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 28.Beckmann M W, Dittrich R, Lotz L. Operative techniques and complications of extraction and transplantation of ovarian tissue: the Erlangen experience. Arch Gynecol Obstet. 2017;295:1033–1039. doi: 10.1007/s00404-017-4311-2. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 29.Beckmann M W, Dittrich R, Findeklee S. Surgical Aspects of Ovarian Tissue Removal and Ovarian Tissue Transplantation for Fertility Preservation. Geburtsh Frauenheilk. 2016;76:1057–1064. doi: 10.1055/s-0042-115017. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 30.von Wolff M, Dittrich R, Liebenthron J. Fertility-preservation counselling and treatment for medical reasons: data from a multinational network of over 5000 women. Reprod Biomed Online. 2015;31:605–612. doi: 10.1016/j.rbmo.2015.07.013. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 31.Rosendahl M, Simonsen M K, Kjer J J. The influence of unilateral oophorectomy on the age of menopause. Climacteric. 2017;20:540–544. doi: 10.1080/13697137.2017.1369512. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 32.Liebenthron J, Montag M. Chapter 15 Development of a Nationwide Network for Ovarian Tissue Cryopreservation. Methods Mol Biol. 2017;1568:205–220. doi: 10.1007/978-1-4939-6828-2_15. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 33.Schmidt K L, Ernst E, Byskov A G. Survival of primordial follicles following prolonged transportation of ovarian tissue prior to cryopreservation. Hum Reprod. 2003;18:2654–2659. doi: 10.1093/humrep/deg500. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 34.Dittrich R, Lotz L, Keck G. Live birth after ovarian tissue autotransplantation following overnight transportation before cryopreservation. Fertil Steril. 2012;97:387–390. doi: 10.1016/j.fertnstert.2011.11.047. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 35.Klocke S, Tappehorn C, Griesinger G. Effects of supra-zero storage on human ovarian cortex prior to vitrification-warming. Reprod Biomed Online. 2014;29:251–258. doi: 10.1016/j.rbmo.2014.03.025. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 36.Rosendahl M, Timmermans Wielenga V, Nedergaard L. Cryopreservation of ovarian tissue for fertility preservation: no evidence of malignant cell contamination in ovarian tissue from patients with breast cancer. Fertil Steril. 2011;95:2158–2161. doi: 10.1016/j.fertnstert.2010.12.019. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 37.Gastal G D, Alves B G, Alves K A. Ovarian fragment sizes affect viability and morphology of preantral follicles during storage at 4 degrees C. Reproduction. 2017;153:577–587. doi: 10.1530/REP-16-0621. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 38.Dittrich R, Lotz L, Keck G. Live birth after ovarian tissue autotransplantation following overnight transportation before cryopreservation. Fertil Steril. 2012;97:387–390. doi: 10.1016/j.fertnstert.2011.11.047. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 39.Bastings L, Liebenthron J, Westphal J R. Efficacy of ovarian tissue cryopreservation in a major European center. J Assist Reprod Genet. 2014;31:1003–1012. doi: 10.1007/s10815-014-0239-7. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 40.Rodriguez-Wallberg K A, Tanbo T, Tinkanen H. Ovarian tissue cryopreservation and transplantation among alternatives for fertility preservation in the Nordic countries – compilation of 20 years of multicenter experience. Acta Obstet Gynecol Scand. 2016;95:1015–1026. doi: 10.1111/aogs.12934. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 41.Meirow D, Roness H, Kristensen S G. Optimizing outcomes from ovarian tissue cryopreservation and transplantation; activation versus preservation. Hum Reprod. 2015;30:2453–2456. doi: 10.1093/humrep/dev210. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 42.Shi Q, Xie Y, Wang Y. Vitrification versus slow freezing for human ovarian tissue cryopreservation: a systematic review and meta-anlaysis. Sci Rep. 2017;7:8538. doi: 10.1038/s41598-017-09005-7. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 43.Donnez J, Dolmans M M. Ovarian tissue freezing: current status. Curr Opin Obstet Gynecol. 2015;27:222–230. doi: 10.1097/GCO.0000000000000171. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 44.Gosden R G, Baird D T, Wade J C. Restoration of fertility to oophorectomized sheep by ovarian autografts stored at − 196 degrees C. Hum Reprod. 1994;9:597–603. doi: 10.1093/oxfordjournals.humrep.a138556. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 45.Newton H, Aubard Y, Rutherford A. Low temperature storage and grafting of human ovarian tissue. Hum Reprod. 1996;11:1487–1491. doi: 10.1093/oxfordjournals.humrep.a019423. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 46.Bastings L, Westphal J R, Beerendonk C C. Clinically applied procedures for human ovarian tissue cryopreservation result in different levels of efficacy and efficiency. J Assist Reprod Genet. 2016;33:1605–1614. doi: 10.1007/s10815-016-0816-z. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 47.Dolmans M M, Jadoul P, Gilliaux S. A review of 15 years of ovarian tissue bank activities. J Assist Reprod Genet. 2013;30:305–314. doi: 10.1007/s10815-013-9952-x. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 48.Donnez J, Dolmans M M, Pellicer A. Restoration of ovarian activity and pregnancy after transplantation of cryopreserved ovarian tissue: a review of 60 cases of reimplantation. Fertil Steril. 2013;99:1503–1513. doi: 10.1016/j.fertnstert.2013.03.030. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 49.Donnez J, Dolmans M M. Transplantation of ovarian tissue. Best Pract Res Clin Obstet Gynaecol. 2014;28:1188–1197. doi: 10.1016/j.bpobgyn.2014.09.003. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 50.von Wolff M, Dittrich R, Stute P. Transplantation of ovarian tissue to postpone menopause – is it really more advantageous for womenʼs health than menopause hormone therapy? Reprod Biomed Online. 2015;31:827. doi: 10.1016/j.rbmo.2015.08.015. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 51.Rodriguez-Wallberg K A, Tanbo T, Tinkanen H. Ovarian tissue cryopreservation and transplantation among alternatives for fertility preservation in the Nordic countries – compilation of 20 years of multicenter experience. Acta Obstet Gynecol Scand. 2016;95:1015–1026. doi: 10.1111/aogs.12934. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 52.Cobo A, Garrido N, Crespo J. Accumulation of oocytes: a new strategy for managing low-responder patients. Reprod Biomed Online. 2012;24:424–432. doi: 10.1016/j.rbmo.2011.12.012. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
Geburtshilfe Frauenheilkd. 2018 Oct 9;79(1):53–62.

Konzeptpapier zur Technik der Kryokonservierung, Entnahme und der Transplantation von Ovarialgewebe zum Fertilitätserhalt

Zusammenfassung

Die Kryokonservierung von Ovarialgewebe mit anschließender Transplantation des Gewebes stellt eine etablierte Methode der Fertilitätsprotektion für Patientinnen dar, die sich einer gonadotoxischen Therapie unterziehen müssen. Das Verfahren kann zu jedem Zykluszeitpunkt erfolgen und führt somit meistens zu keiner Verzögerung der onkologischen Therapie. Mithilfe dieses Verfahrens konnten bis dato mehr als 130 Geburten weltweit verzeichnet werden. Die Geburtenrate beträgt derzeit ca. 30% und es ist von einer Steigerung durch eine weitere Optimierung der Kryokonservierungs- und Operationstechnik auszugehen. Das hier vorgelegte Konzeptpapier soll Handlungsempfehlungen für den Umgang mit der Kryokonservierung und Transplantation von Ovarialgewebe an deutschsprachigen reproduktionsmedizinischen Zentren geben.

Einleitung

Aufgrund von Fortschritten in der medikamentösen, systemischen (Chemotherapie, zielgerichtete Therapie) und lokoregionalen Therapie (Operation, Strahlentherapie) hat sich die Überlebensrate bei malignen und nicht malignen Erkrankungen signifikant verbessert. Die Behandlungen führen jedoch häufig zu einer partiellen oder kompletten Schädigung der Gonadenfunktion mit einem möglichen Keimzellverlust. Daher ist es wichtig, Patientinnen vor einer gonadotoxischen Therapie hinsichtlich ihres Fertilitätserhalts zu beraten. Inzwischen existiert eine Vielzahl an fertilitätsprotektiven Techniken, die eine realistische Chance auf eine spätere Schwangerschaft bieten. Neben der Transposition der Gonaden vor einer Radiotherapie, dem medikamentösen Gonadenschutz durch GnRH-Analoga und die Kryokonservierung von fertilisierten und unfertilisierten Oozyten, stellt die Entnahme und Kryokonservierung von Ovarialgewebe eine vielversprechende Option für Mädchen und Frauen dar 1 ,  2 ,  3 .

Die Kryokonservierung von ovariellem Gewebe mit anschließender Transplantation ist eine Methode des Fertilitätserhalts, die sehr kurzfristig vor einer zytotoxischen Therapie durchgeführt werden kann. Sie kann zu jedem Zykluszeitpunkt erfolgen und führt somit meistens zu keiner Verzögerung der onkologischen Therapie 4 ,  5 . Seit den ersten Geburten nach einer Ovarialgewebetransplantation 2004 weltweit 6 und 2011 in Deutschland 7 findet das Verfahren zunehmend Anwendung im klinischen Alltag. Im Ferti PROTEKT-Netzwerk (Deutschland, Österreich und Schweiz) wurden bis Januar 2018 bei 126 Frauen 163 Transplantationen durchgeführt 8 . Die Zahlen aus Deutschland sind vergleichbar mit den Erfolgen im internationalen Ausland. Insgesamt wurden bis jetzt weltweit über 130 Geburten nach orthotoper Transplantation von kryokonserviertem Ovarialgewebe erzielt 8 , 9 , 10 , 11 , 12 . Die Geburtenrate beträgt derzeit ca. 30 – 35% und es ist von einer weiteren Steigerung durch eine Optimierung der Kryokonservierung und Operationstechnik auszugehen 13 . Die Transplantation von kryokonserviertem ovariellem Gewebe ist somit eine etablierte Möglichkeit der Fertilitätsprotektion für onkologische Patientinnen 14 , 15 , 16 .

Das hier vorgelegte Konzeptpapier soll Handlungsempfehlungen für den Umgang mit der Entnahme, dem Transport, der Kryokonservierung und der Transplantation von Ovarialgewebe an deutschsprachigen reproduktionsmedizinischen Zentren und damit an Zentren des Netzwerks Ferti PROTEKT geben. Hierdurch soll die Qualität der Kryokonservierung und Transplantation von Ovarialgewebe an den einzelnen Zentren sichergestellt werden, mit dem Ziel, einen optimalen und gleichbleibenden Standard zu bieten.

Es handelt sich hierbei nicht um Empfehlungen im Sinne einer Leitlinie, sondern um einen gemeinsamen Beschluss von führenden Experten auf dem Gebiet der Entnahme, Kryokonservierung und Transplantation von Ovarialgewebe. Daher entspricht die Nomenklatur nicht den Empfehlungsgraduierungen einer Leitlinie.

Entnahme von Ovarialgewebe

Bei wem und bis zu welchem Alter sollte Ovarialgewebe entnommenen werden?

Die Chancen für eine spätere Schwangerschaft sind umso größer, je höher die Ovarialreserve, d. h. die Follikeldichte im kryokonservierten und transplantierten Ovarialgewebe ist 17 ,  18 . Die Edinburgh-Kriterien geben eine Altersgrenze von 35 Jahren an 19 , andere internationale Veröffentlichungen sprechen von einem Höchstalter von 40 Jahren 20 . In einer Veröffentlichung von van der Ven et al. lagen die Schwangerschaftsraten nach Transplantation von Ovarialgewebe bei 33% bei Frauen, die zum Zeitpunkt der Kryokonservierung unter 35 Jahren waren im Vergleich zu 18% bei Frauen, die zum Zeitpunkt der Kryokonservierung über 35 Jahren waren. Bei Frauen über 40 Jahren konnte keine Schwangerschaft erzielt werden 8 .

Die Kryokonservierung von Ovarialgewebe ist auch bei prä- und peripubertären Mädchen durchführbar 21 . Es gibt Fallberichte, dass durch eine Transplantation von präpubertärem Ovarialgewebe eine Induktion der Pubertät erzielt werden kann 22 ,  23 . Zudem liegt ein Fallbericht einer Geburt nach Transplantation von kryokonserviertem prämenarchalem Gewebe vor 24 . Dies zeigt, dass eine Transplantation nach präpubertärer Kryokonservierung von Ovarialgewebe zu Schwangerschaften führen kann. Allerdings muss in diesem Zusammenhang berücksichtigt werden, dass die Patientin zum Zeitpunkt der Gewebeentnahme bereits 13 Jahre alt war mit beginnender Thelarche 24 . Des Weiteren gibt es einen Pressebericht über eine Geburt nach Transplantation von Ovarialgewebe, welches vor der Menarche im Alter von 9 Jahren kryokonserviert wurde 25 . Die Indikation zur Kryokonservierung von Ovarialgewebe bei prä- und peripubertären Mädchen ist derzeit noch unklar und erfordert eine individuelle Abwägung sowohl der Art der Therapie als auch der gonadotoxischen Dosis 1 .

Gemeinsamer Beschluss.

Die Kryokonservierung von Ovarialgewebe soll vor Beginn einer gonadotoxischen Therapie nur bei Mädchen und bei Frauen bis zu einem Alter von 40 Jahren erfolgen. Im Einzelfall sollte auch bei präpubertären Mädchen unter Berücksichtigung der gonadotoxischen Therapie und der Risiken des operativen Eingriffes eine Ovarkryokonservierung in Erwägung gezogen werden.

Bei welcher Chemotherapie bzw. ab welchem Risiko für eine prämature Ovarialinsuffizienz (POI) sollte Ovarialgewebe entnommen werden?

Die Kryokonservierung von Ovarialgewebe empfiehlt sich bei Frauen, bei denen durch eine onkologische, hämatologische oder andere Grunderkrankung eine direkte oder indirekte Gefährdung des Funktionserhalts der Ovarien besteht 4 . Dies trifft insbesondere bei einer unmittelbar bevorstehenden gonadotoxischen Chemotherapie oder einer Bestrahlung im kleinen Becken zu.

Die Entnahme und Kryokonservierung von Ovarialgewebe sollte vor allem Frauen mit einem hohen und intermediären Risiko für eine prämature Ovarialinsuffizienz (POI) angeboten werden. Aber auch bei Frauen mit einem niedrigen Risiko für eine permanente Amenorrhö sollte diese Option mit der Patientin diskutiert werden. Hierbei sollte berücksichtigt werden, dass ein Risiko für eine POI von ≤ 20% bedeutet, dass jede 5. Frau, die eines dieser Chemotherapie-Regime erhält, Gefahr läuft, eine POI zu erleiden. Die ovarialtoxischen Wirkungen verschiedener Chemotherapeutika und einer Radiatio können den Tabellen ( Tab. 1 und 2 ) der S2k-Leitlinie „Fertilitätserhalt bei onkologischen Therapien“ entnommen werden 1 .

Tab. 1  Ovarialtoxische Wirkung verschiedener Chemotherapeutika 1 .

Risiko Regime/Substanz
hohes Risiko (> 80%iges Risiko für eine permanente Amenorrhö)

  • CMF, CEF, CAF, TAC × 6 bei Frauen ≥ 40 Jahre

  • Konditionierung für Stammzelltransplantation (insbesondere alkylanzienbasierte myeloablative Konditionierung mit Busulfan, Cyclophosphamid, Melphalan)

  • BEACOPP × 6 – 8 bei Frauen > 35 Jahre
intermediäres Risiko (40 – 60%iges Risiko für eine permanente Amenorrhö)

  • CMF, CEF, CAF, TAC × 6 bei Frauen 30 – 39 Jahre

  • AC × 4 bei Frauen ≥ 40 Jahre

  • AC oder EC × 4 → Taxan

  • BEACOPP × 6 – 8 bei Frauen 25 – 35 Jahre

  • CHOP × 6 bei Frauen ≥ 35 Jahre

  • Knochen- und Weichteilsarkom-typische Therapie
niedriges Risiko (< 20%iges Risiko für eine permanente Amenorrhö)

  • CMF, CEF, CAF, TAC × 6 bei Frauen ≤ 30 Jahre

  • AC × 4 bei Frauen ≤ 40 Jahre

  • BEACOPP × 6 – 8 bei Frauen < 25 Jahre

  • ABVD × 2 – 4

  • CHOP × 6 bei Frauen < 35 Jahre

  • CVP

  • AML-typische Therapie (Anthrazyklin/Cytarabin)

  • ALL-typische Therapie (multi-agent)

  • FOLFOX bei Frauen ≤ 40 Jahre
sehr niedriges oder kein Risiko für eine permanente Amenorrhö

  • Methotrexat

  • Fluorouracil

  • Vincristin
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Tab. 2  Gonadotoxizität bei Radiatio des Ovars und Risiko einer Ovarialinsuffizienz (modifiziert nach 26 ).

effektive sterilisierende Dosis (ESD) ovarielle Strahlendosis (Gy)
keine relevanten Effekte 0,6
keine relevanten Effekte mit < 40 Jahren 1,5
0 Jahre 20,3
10 Jahre 18,4
20 Jahre 16,5
30 Jahre 14,3
40 Jahre 6
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Gemeinsamer Beschluss.

Die Kryokonservierung von Ovarialgewebe sollte bei einem hohen oder intermediären, im Einzelfall auch bei einem niedrigen Risiko für eine prämature Ovarialinsuffizienz durch eine gonadotoxische Therapie angeboten werden.

Wie sollte das Gewebe entnommen werden?

Der Goldstandard zur Entnahme von Ovarialgewebe ist die Laparoskopie. Eine Laparotomie sollte nur durchgeführt werden, wenn diese im Rahmen der onkologischen Grunderkrankungen notwendig ist. Bei der Entnahme von Ovarialgewebe sollte unter bestimmten Bedingungen (vgl. Abb. 1 ) eine Chromopertubation erfolgen. Falls sich ein einseitiger Tubenverschluss zeigt, sollte auf dieser Seite das Ovarialgewebe entnommen werden, um auf der Seite mit der offenen Tube das potenziell noch funktionierende Ovarialgewebe zu erhalten. Tritt kein POI ein, bietet sich dort später ein optimaler Ort für eine Transplantation. Jedoch ist möglichst darauf zu achten, dass ovarielles Gewebe nicht auf der Seite eines Corpus luteum, eines präovulatorischen Follikels oder bei bestehenden Ovarialzysten entnommen wird, da die Follikeldichte des zu kryokonservierenden Ovarialgewebes möglicherweise hier eingeschränkt ist und die Kortexqualität in jedem Fall.

Abb. 1.

Abb. 1

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 Algorithmus zur Entnahme des Eierstockgewebes.

Das Ovarialgewebe sollte mit einer Schere ohne elektrische Koagulation abgesetzt werden 27 , 28 , 29 . Die Blutstillung der Wundfläche sollte am verbleibenden Ovar ohne zusätzliche Nekrosen zu bilden erfolgen. Zu den verschiedenen Techniken (Koagulation, Naht) liegen keine evidenzbasierten Studien vor ( Abb. 2 ).

Abb. 2.

Abb. 2

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 Entnahme von Ovarialgewebe per LSK (Bild aus Frauenklinik Erlangen).

Die operativen Risiken der Entnahme von Ovarialgewebe sind gering 27 ,  28 ,  29 . Ein erhöhtes Risiko für Infektionen und Blutungen besteht nur abhängig von der onkologischen Erkrankung. Bei der Entnahme von Ovarialgewebe ist mit einer Komplikation pro 500 Laparoskopien zu rechnen, die eine operative Revision erforderlich macht 30 .

Eine histologische Untersuchung einer Referenzprobe des entnommenen Ovarialgewebes zum Ausschluss von malignen Zellen und zum Nachweis von Follikeln (mindestens 2 × 2 mm großes Gewebestück vom entnommenen Ovarialgewebe) sollte vom entnehmenden Zentrum durchgeführt und dokumentiert werden. Risiken einer ovariellen Metastasierung und den sich daraus ableitenden Konsequenzen können der S2k-Leitlinie „Fertilitätserhalt bei onkologischen Erkrankungen“ entnommen werden 1 .

Gemeinsamer Beschluss.

  • Goldstandard zur Entnahme von Ovarialgewebe ist die Laparoskopie.

  • Eine Laparotomie sollte nur erfolgen, wenn diese im Rahmen der onkologischen Grunderkrankungen notwendig ist.

  • Das Ovarialgewebe sollte mit einer Schere abgesetzt und Blutungsquellen erst danach gezielt koaguliert (Punktkoagulation) werden.

  • Eine Histologie zum Ausschluss maligner Zellen des Ovarialgewebes (mind. 2 × 2 mm) muss vom entnehmenden Zentrum durchgeführt werden.

Wie viel Ovarialgewebe sollte entnommen werden?

Von einem Ovar sollten antimesenterial mindestens die Hälfte bis zwei Drittel des Organs entnommen werden 27 ,  28 ,  29 ( Abb. 2 ). Eine beidseitige Entnahme an den Ovarien sollte als Ausnahme (z. B. bei beidseitigen Ovarialzysten) erachtet werden, Biopsien sind aufgrund der geringen Materialmenge nicht durchzuführen 27 , 28 , 29 . Die Patientin sollte auch über die Möglichkeit einer einseitigen Ovarektomie informiert werden, insbesondere bei einem hohen Risiko für eine POI. Daten zeigen, dass nach einer einseitigen Ovarektomie die Menopause etwa 1 Jahr früher eintreten kann 31 .

Gemeinsamer Beschluss.

Es sollten mindestens die Hälfte bis zwei Drittel eines Ovars (bevorzugt ohne Ovarialpathologien) entnommen werden. Eine beidseitige Entnahme sollte nur in Ausnahmefällen durchgeführt werden. Biopsien sind nicht zu empfehlen.

Transport von Ovarialgewebe

Wie und bei welcher Temperatur sollte Ovarialgewebe nach der Entnahme und vor der Kryokonservierung transportiert werden?

Diejenigen Einrichtungen, die nicht die Möglichkeiten besitzen, eine Kryokonservierung von Ovarialgewebe selbst durchzuführen, können das ovarielle Gewebe für die Gewebeverarbeitung an spezialisierte Zentren mit angeschlossener Kryobank senden 32 .

Für die meisten Organ- und Gewebetransporte (z. B. Niere, Leber) werden in der Regel niedrige Temperaturen gewählt. Die Datenlage hinsichtlich des Transports von Ovarialgewebe ist begrenzt. In den wenigen durchgeführten Untersuchungen variierte die Transporttemperatur zwischen 4 – 37 °C (10 – 13). Die meisten Studien zeigen, dass bei niedrigen Temperaturen, um die 4 °C, die besten Bedingungen herrschen. Niedrige Temperaturen sorgen in dem entsprechenden Gewebe/Organ dafür, dass der zelluläre Metabolismus herabgesetzt wird. In diesem Zusammenhang werden auch der Bedarf und gleichzeitig der Verbrauch von Sauerstoff reduziert.

Für den Transport von Ovarialgewebe gibt es geeignete Transportbehälter mit speziellen Kühlakkupaaren. Der Transportbehälter gewährleistet eine stetige Kühlung des Gewebes während des Transports bei 4 °C und wird von der jeweiligen Kryobank zur Verfügung gestellt ( Abb. 3 ).

Abb. 3.

Abb. 3

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 Transportbehälter für Ovarialgewebe.

Gemeinsamer Beschluss.

Der Transport von ovariellem Gewebe vor der Kryokonservierung sollte gekühlt (4 – 8 °C) in speziellen Transportbehältern erfolgen.

Wie lange kann Ovarialgewebe vor der Kryokonservierung transportiert werden (Transportzeitraum)?

Die Transportbox kann tagsüber per Tagkurierdienst oder über Nacht per Expresskurierdienst verschickt werden. Wie lange der Transport des Gewebes maximal sein kann, ohne dass mit einem erheblichen Verlust von Follikeln zu rechnen ist, ist derzeit noch nicht ausreichend belegt. Untersuchungen zeigen, dass die Hypothermie des ovariellen Gewebes in verschiedenen Transportzeiträumen bis zu 24 Stunden andauern kann, ohne die Follikelreserve nachhaltig zu schädigen 33 , 34 , 35 , 36 .

Gemeinsamer Beschluss.

Ein Transport von Ovarialgewebe von bis zu 24 Stunden vor der Kryokonservierung ist möglich.

Welches Transportmedium sollte verwendet werden?

In der Literatur sind verschiedene Transportmedien von unterschiedlichen Arbeitsgruppen beschrieben 35 ,  36 ,  37 ,  38 . Ausreichende Untersuchungen, die zeigen, welches Transportmedium am besten geeignet ist, gibt es nicht. Bei Organ- und Gewebetransplantationen ist Custodiol ® ein zertifiziertes und zugelassenes Medium, welches unter gekühlten Bedingungen (4 – 8 °C) Anwendung finden muss 39 .

Gemeinsamer Beschluss.

Als Transportmedium sollte Custodiol ® oder ein vergleichbares Medium unter gekühlten Bedingungen (4 – 8 °C) verwendet werden.

Kryokonservierung von Ovarialgewebe

Slow-Freezing vs. Vitrifikation?

Generell werden in der Reproduktionsmedizin 2 Einfriertechniken angewandt: das langsame Einfrierverfahren, ein Kryokonservierungsverfahren mit Äquilibrierung, und die Vitrifikation, ein Einfrierverfahren ohne Äquilibrierung 32 . Beide Methoden finden weltweit bei der Kryokonservierung von Ovarialgewebe Anwendung. Aufgrund der besseren Datenlage in der Routine wird aktuell das Slow-Freezing-Verfahren empfohlen 1 ,  5 ,  40 . Bis auf 2 veröffentlichte Geburten nach Transplantation von vitrifiziertem ovariellen Gewebe wurde das Gewebe bei allen anderen Geburten langsam eingefroren 41 ,  42 . Der künftige Stellenwert der Vitrifikation lässt sich aufgrund der aktuellen Datenlage noch nicht einschätzen und für einen universellen klinischen Einsatz sind Validierungen notwendig 43 .

Das langsame Einfrieren mit Kühlraten von 0,3 °C/min bedarf der Anwendung von Gefriergeräten. In einem computergesteuerten Slow-Freezing-Verfahren werden die Proben nach einem modifizierten Programm 44 so heruntergekühlt, dass sie im Anschluss in einer Stickstoffgasphase (bei − 190 °C) unbegrenzt gelagert werden können. Eine eindeutige Identifizierung der gelagerten Proben ist zu gewährleisten, z. B. durch Anwendung des Europäischen Singlecodes oder eines vergleichbaren Kodiersystems.

Gemeinsamer Beschluss.

Ovarialgewebe sollte derzeit aufgrund der besseren Datenlage in der Routine mit dem etabliertem Slow-Freezing-Verfahren kryokonserviert werden.

Wie sollte das Ovarialgewebe aufbereitet werden?

Für die Aufbereitung des ovariellen Gewebes vor dem Einfrieren sollte nach den Standards eines IVF-Labors ein geeigneter Raum mit einer sterilen Klasse-II-Laminar-Air-Flow-Einheit zur Verfügung stehen, in welcher präpariert werden kann. Bei der gekühlten Präparation ist vorsichtig die Medulla ovarii vom Cortex ovarii ab zu präparieren, wobei ein dünner Reststromaanteil belassen werden sollte, damit später ein optimaler Ansatzpunkt zur Neovaskularisierung der Transplantate gegeben ist 43 . In Abhängigkeit von der Größe und Qualität sollten aus dem fertig präparierten Kortex Ovarialgewebestücke von 3 × 2 × 1 mm bis maximal 4 × 8 × 1 mm zugeschnitten werden ( Abb. 4 ). Die Größe der Stücke sollten im Transplantationsprotokoll aufgeführt werden.

Abb. 4.

Abb. 4

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 Zugeschnittene Ovarialgewebestücke.

Gemeinsamer Beschluss.

  • Die Aufbereitung des Ovarialgewebes soll in einem geeigneten Raum unter einer sterilen Klasse-II-Laminar-Air-Flow erfolgen.

  • Die Ovarialgewebestücke sollten eine Größe von 3 × 2 × 1 mm bis maximal 4 × 8 × 1 mm haben. Die Größe der Ovarialgewebestücke sollte im Transplantationsprotokoll aufgeführt werden.

Welches Einfriermedium sollte verwendet werden?

Die Wahl des eingesetzten Kryoprotektivums ist ein wichtiger Punkt, der maßgeblich dafür verantwortlich ist, ob eine Kryokonservierung erfolgreich verläuft. Glycerin, Ethylenglykol, DMSO und Propandiol in Kombination mit entsprechenden Trägermedien und einem Proteinzusatz stehen hierbei zur Auswahl 34 ,  36 ,  45 ,  46 . Unter Verwendung der Kryoprotektiva Ethylenglykol, Propandiol oder DMSO lassen sich ähnlich gute Überlebensraten der Keimzellen sowie intakte Gewebemorphologien und Zellstrukturen nach Kryokonservierung und anschließendem Auftauen nachweisen, Glycerin schnitt in Untersuchungen am schlechtesten ab 34 ,  36 ,  45 ,  46 . International ist DMSO das am häufigsten eingesetzte und etablierteste Kryoprotektivum für Ovarialgewebe 41 ,  47 ,  48 .

Gemeinsamer Beschluss.

Als Kryoprotektivum kann DMSO oder alternativ Ethylenglykol verwendet werden.

Vitalitätstestung des Ovarialgewebes?

Sowohl vor der Kryokonservierung als auch in Vorbereitung auf eine Transplantation bei einem prämaturen Ovarialversagen nach zytotoxischer Therapie wird das präparierte Ovarialgewebe zur Qualitätssicherung untersucht. Die Untersuchungen stellen sicher, dass die Entnahme des Gewebes, dessen Transport/Aufbereitung und auch die Kryokonservierung bzw. der Auftau zu keiner relevanten Schädigung des Gewebes geführt haben – genauso wird daraus ein mögliches Kortexpotenzial (Anzahl primordialer Follikel in einem bestimmten Areal) einer jeden Patientin individuell bestimmt.

Methodisch werden dazu im Rahmen der Präparation des entnommenen Ovarialgewebes kleine genormte Biopsiestanzen aus verschiedenen Randbereichen angefertigt, die nach einem Gewebeverdau und einer Calcein-Acetoxymethylester-Färbung oder einem Live-Dead-Assay auf die Anzahl vitaler Primordialfollikel analysiert werden. Die Konzentration vitaler Primordialfollikel sowie der Anti-Müller-Hormon-Wert im Serum, der antrale Follikelcount und das Alter der Patientin (alles ermittelt zum Zeitpunkt der Ovarialgewebsentnahme bzw. vor Beginn der zytotoxischen Therapie) werden als Parameter zur Bestimmung der Fertilitätsreserve angesehen – aber auch zur späteren Festlegung der Anzahl der zu transplantierenden Ovarialkortexstückchen.

Zur Validierung einer ovarialgewebeverarbeitenden Einrichtung empfiehlt das Netzwerk Ferti PROTEKT den kryokonservierenden Zentren, ihre Einfriertechnik durch eine Xenotransplantation von Ovarialgewebe auf immundefiziente Severe-combined-Immunodeficiency-(SCID-)Mäuse überprüfen zu lassen, bevor sie die Kryokonservierung von Ovarialgewebe in der klinischen Routine anbieten. Hierdurch kann gezeigt werden, dass die Follikel nach Kryokonservierung und Auftauen ein qualitatives Entwicklungspotenzial/Follikelwachstum aufweisen.

Gemeinsamer Beschluss.

Eine Vitalitätstestung mit einem geeigneten Assay sollte vor dem Einfrieren und vor der Transplantation erfolgen.

Transplantation von Ovarialgewebe

Wann sollte Ovarialgewebe transplantiert werden und bis zu welchem Alter?

Eine Transplantation von Ovarialgewebe sollte nach erfolgreicher onkologischer Therapie bei Patientinnen mit manifestem Kinderwunsch und bei Versagen der Ovarialfunktion zur Wiederaufnahme der Follikulogenese und Herbeiführung einer Schwangerschaft erfolgen 49 . Auch bei Patientinnen mit noch regelmäßigem Zyklus, aber eingeschränkter ovarieller Reserve kann eine Transplantation erwogen werden. Eine Transplantation zur Wiederherstellung einer langjährigen Ovarialfunktion, die eine ggf. erforderliche Hormonersatztherapie ersetzen würde, ist aufgrund der begrenzten Aktivität des transplantierten Gewebes nicht primär zu empfehlen 50 . Vor einer Transplantation, insbesondere wenn kein POI vorliegt und dennoch eine Transplantation erwogen wird, sollte eine Basisabklärung von Sterilitätsursachen bei dem Paar durchgeführt werden, um weitere Sterilitätsursachen auszuschließen bzw. zu beheben oder in die weitere Therapieplanung einzubeziehen.

Als Altersgrenze für eine Transplantation sollten 45 Jahre nicht überschritten werden 51 . Wann frühestens nach einer onkologischen Therapie eine Transplantation zu empfehlen ist, ist abhängig von der onkologischen Grunderkrankung und sollte individuell zusammen mit den behandelnden Onkologen unter Berücksichtigung des Alters der Patientin und der onkologischen Prognose festgelegt werden.

Gemeinsamer Beschluss.

  • Eine Transplantation von Ovarialgewebe sollte bei Frauen mit manifesten Kinderwunsch und Versagen der Ovarialfunktion (Amenorrhö/Oligomenorrhö), bis zu einem Alter von 45 Jahren durchgeführt werden.

  • Vor einer Transplantation sollte eine Basisabklärung von Sterilitätsursachen durchgeführt werden.

Wie sollte das Ovarialgewebe transplantiert werden (Operationstechnik und Transplantationsort)?

Die Transplantation von Ovarialgewebe erfolgt in der Regel per Laparoskopie 27 ,  28 ,  29 . Im klinischen Alltag wird vornehmlich die orthotope Transplantation angewandt. Bei der orthotopen Transplantation wird das Ovarialgewebe entweder in die Beckenwand kaudodorsal der Ovarien oder in/auf das Ovar transplantiert. International werden unterschiedliche orthotope Transplantationstechniken beschrieben 27 ,  28 ,  29 . Welche der Techniken und welche Lokalisationen zu den höchsten Schwangerschaftschancen führen, ist noch unklar.

Für eine Transplantation unter das Beckenperitoneum sprechen die bessere Durchblutung in der Beckenwand im Vergleich zur Situation im meist stark atrophischen Ovar und die operativ einfache Durchführbarkeit (und das hiermit geringe operative Risiko für die Patientin).

Das parietale Peritoneum der Fossa ovarica wird hierfür über eine Länge von ca. 0,5 – 1 cm inzidiert. Eine subperitoneale Tasche wird stumpf präpariert und die Gewebestücke in die Tasche implantiert. Die Gewebestücke sollten möglichst nebeneinander und nicht übereinander liegen ( Abb. 5 ). In dem Falle, dass das Ovarialgewebe wieder entnommen werden soll (z. B. bei einem erhöhten Risiko für eine Prädisposition), sollte eine Markierung des Gewebes z. B. mit Titan-Clips erfolgen ( Abb. 6 ). Die Dokumentation des Ortes der Transplantation ist zu gewährleisten.

Abb. 5.

Abb. 5

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 Orthotope Transplantation von Ovarialgewebe in eine peritoneale Tasche des Beckenperitoneums der Fossa ovarica.

Abb. 6.

Abb. 6

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 Markierung des Transplantationsortes mit Titan-Clips.

Bei einer Transplantation in/auf das Ovar wird auf die entsprechende Literatur verwiesen 2 ,  27 .

Generell empfiehlt es sich nicht, das gesamte kryokonservierte Material auf einmal zu transplantieren, sondern nur ca. ein Drittel bis die Hälfte des vorhandenen Gewebes, um bei erneutem Verlust der ovariellen Funktion Gewebe in Reserve zu haben 1 . Hier ist aber auch das Alter der Patientin bei Ovartransplantation zu berücksichtigen.

Bei der orthotopen Transplantation unter das Beckenperitoneum ist eine natürliche Schwangerschaft prinzipiell möglich. Daher sollte bei der Transplantation von Ovarialgewebe eine Fertilitätsbeurteilung (tubare, uterine und extrauterine Faktoren) und ggf. Korrektur erfolgen 1 ; d. h. bei der Transplantation des Ovarialgewebes empfiehlt es sich, die Durchgängigkeit der Eileiter mithilfe einer „Chromo“-Pertubation (mit NaCl) zu prüfen und ebenso eine Hysteroskopie zum Ausschluss von Polypen, Myomen, Adhäsionen oder einer chronischen Endometritis zu erwägen. Die Transplantation erfolgt auf der Seite, auf der die Tube offen und die anatomischen Verhältnisse am günstigsten sind ( Abb. 7 ).

Abb. 7.

Abb. 7

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 Algorithmus zur Wahl der Transplantationsseite.

Die Operationsrisiken sind vergleichbar mit den Risiken bei anderen laparoskopischen Eingriffen. Mögliche Risiken sind eine Nachblutung oder eine Wundinfektion, die in < 1% der Fälle auftreten 27 ,  28 ,  29 .

Gemeinsamer Beschluss.

  • Die Transplantation von ovariellem Gewebe erfolgt laparoskopisch.

  • Bei der Transplantation sollte eine „Chromo“-Pertubation (z. B. mit NaCl) durchgeführt werden.

  • Hierzu erfolgt eine blutarme Präparation einer Tasche im Beckenperitoneum und die Einführung des Ovarialgewebes in diese Tasche.

  • Falls das ovarielle Gewebepräparat später wieder entnommen werden soll, empfiehlt sich eine Markierung (z. B. Titan-Clips) des Transplantationsortes.

Nachsorge transplantierter Patientinnen

Wie sollte die Nachsorge erfolgen?

Die ovarielle Funktion kann in 80 – 85% der Fälle mithilfe der Transplantationen des ovariellen Gewebes wiederhergestellt werden 15 . Bis das transplantierte Ovarialgewebe Zeichen der Wiederaufnahme seiner Funktion aufweist (FSH-Abfall, Östradiol-Anstieg), dauert es 2 bis 6 Monate 48 . Eine Spontanschwangerschaft kann angestrebt werden, wenn die Tuben offen sind und keine anderen relevanten Sterilitätsfaktoren vorliegen. Der Patientin kann zur Erhöhung der Konzeptionswahrscheinlichkeit ein Zyklusmonitoring mit Ovulationsinduktion durch HCG im Rahmen eines Verkehrs zum optimalen Zeitpunkt angeboten werden. Bei verschlossenen Tuben oder anderen Sterilitätsfaktoren müssen Techniken der assistierten Reproduktionsmedizin (IVF; ICSI) angewandt werden. Bei einer hohen Follikeldichte (antraler Follikelcount und AMH) kann in Abhängigkeit des Alters der Patientin bzw. der onkologischen Grunderkrankung eine Gonadotropinstimulation erwogen werden, um den Schwangerschaftseintritt ggf. zu beschleunigen. Alternativ können auch in mehreren Spontanzyklen oder stimulierten Zyklen die gewonnenen Eizellen vitrifiziert werden, sodass ein Eizellpool geschaffen wird für die spätere Anwendung im Rahmen einer assistierten reproduktionsmedizinischen Technik 52 . Zur Erhöhung der Implantationsrate vor allem bei Ganzkörperbestrahlung und Bestrahlung des kleinen Beckens können weiter diagnostische Maßnahmen, wie z. B. eine Endometriumsdiagnostik zur Analyse des endometrialen Rezeptivitätsprofils, angeboten werden. Nach einem Jahr sind ca. zwei Drittel der Transplantate noch aktiv. Die Gewebetransplantate, die initial eine gute Aktivität zeigten, sind meist über mehrere Jahre aktiv. Die mittlere Dauer der Ovarfunktion nach Transplantation beträgt im Durchschnitt ca. 4 – 7 Jahre, ist jedoch abhängig von der Follikelanzahl im Ovarialgewebe und vom Alter der Frau zum Zeitpunkt der Kryokonservierung 11 . Zeigen sich ca. ½ Jahr nach Transplantation keine Aktivitätszeichen, sollte eine weitere Transplantation kryokonservierten Ovarialgewebes erwogen werden.

Gemeinsamer Beschluss.

  • Patientinnen mit einer Amenorrhö sollte 8 – 10 Wochen nach der Transplantation bis zum Nachweis von Aktivitätszeichen monatlich eine Blutanalyse (FSH, Estradiol, Progesteron) und alle 2 Monate eine Ultraschalluntersuchung angeboten werden.

  • Bei Aktivitätszeichen des transplantierten Ovarialgewebes empfiehlt sich nach Abklärung anderer Sterilitätsursachen, ein Zyklusmonitoring zur Erhöhung der Schwangerschaftschancen durchzuführen.

  • Bei Patientinnen mit Sterilitätsursachen (z. B. tubare Sterilität, reduzierte männliche Fertilität) müssen ART-Maßnahmen erfolgen.

  • Patientinnen, die noch einen aktiven Zyklus vor Transplantation hatten, sollte 8 – 10 Wochen nach Transplantation ein monatliches Zyklusmonitoring angeboten werden.

  • Eine Stimulation kann in Abhängigkeit von der individuellen Situation (Follikeldichte, Anzahl der Konzeptionsversuche, Tumorentität) erwogen werden.

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