Virale Infektionen

27.1. Diagnosestrategie

Nationale Referenzzentren 26.29. Melde- und Erfassungspflicht nach IfSG 26.28.

27.1.1. Erreger viraler Syndrome

Die Reihenfolge der Viren entspricht ihrer Häufigkeit.

Tab. 27.1.

ViraleSyndrome.

Klinik	Erreger
Atemtrakt
Rhinitis	Rhinoviren, Coronaviren, Enteroviren und Coxsackieviren. Kinder auch häufig RSV, Parainfluenzaviren, Adenoviren
Pharyngitis	Influenzaviren, Parainfluenzaviren und Rhinoviren. Kinder auch häufig RSV, Adenoviren und Herpesviren
Kindliche Laryngotracheo-bronchitis (Croup)	Influenzaviren, Parainfluenzaviren (Typ 1 und 2), RSV
Bronchitis	Influenzaviren, Parainfluenzaviren, RSV
Kindliche Bronchiolitis	RSV, Influenzaviren, Parainfluenzaviren
Pneumonie	•Kinder: RSV, Parainfluenzaviren (Typ 3), Influenzaviren, Adenoviren, perinatale CMV-Infektion •Immunsupprimierte: CMV, Masern, VZV, Adenoviren •Ältere Menschen mit pulmonaler oder kardialer Grunderkrankung: Influenzaviren •SARS
Gastrointestinaltrakt
Gastroenteritis	•Säuglinge: Rotaviren Gruppe A und C •Kleinkinder: Adenoviren •Kinder und Erwachsene: Rotaviren Gruppe B und C, Caliciviren und Astroviren
ZNS
Meningitis	Enteroviren, Mumpsviren, LCM-Viren, HSV
Lähmungen	Polioviren, Enterovirus 70/71, Coxsackievirus A7
Enzephalitis	HSV, Mumpsviren, Togaviren, Flaviviren, Bunyaviren, Arenaviren, Tollwutvirus, Enteroviren, Adenoviren, andere Herpesviren (selten)
•Postinfektiöse Enzephalitis	Nach Masern, Windpocken, Röteln, Mumps
•Subakut sklerosierende Panenzephalitis	Nach Masern, Röteln
•Progressive multifokale Leukoenzephalopathie	JC-Viren
•Reye-Syndrom	Influenzaviren, VZV
•AIDS-Enzephalopathie	HIV
•Guillain-Barré-Syndrom	CMV, EBV, HIV
Haut
Makulopapulöse Hautausschläge	Masern, Röteln, Parvovirus B 19, HHV 6 und 7, Echo- und Coxsackieviren, EBV, CMV, Dengue, Hepatitis B
Vesikuläre Hautausschläge	VZV, HSV, Coxsackie- und Enteroviren
Pustulöse Hautausschläge	Pockenviren
Noduläre Hautausschläge	Papillomaviren, Molluscum contagiosum, Melkerknoten, Orf, Tanapox
Urogenitaltrakt
Genitale Infektionen	HSV, Papillomaviren, Adenovirus 37, Molluscum contagiosum
Urethritis	HSV, Adenovirus 37
Akute hämorrhagische Zystitis	Adenovirus 11
Glomerulonephritis	HBV
Nephropathie	CMV, Hantaanvirus
Herz
Myokarditis	Coxsackieviren B und andere Enteroviren, angeb. Röteln, Mumps

• •
  Angeborene und perinatal erworbene Virusinfektionen:

  • –
    Pränatal: Röteln, CMV, VZV.
  • –
    Perinatal: HSV, Coxsackievirus B, VZV, CMV.
  • –
    Postnatal: HBV, HCV, HIV.
• •
  Virale hämorrhagische Fieber:

  • –
    Flaviviren: Gelbfieber-, Dengue-, Omsk-Fieber-, Kyasanur-Waldkrankheit-Viren.
  • –
    Arenaviren: Lassa-, Junin-, Machupo-Viren.
  • –
    Filoviren: Marburg-, Ebola-Viren.
  • –
    Bunyaviren: Krim-Kongo-Fieber, Hantaan-, Rift-Valley-Viren.

27.1.2. Diagnostik viraler Syndrome

Klinik

Viele Viruserkrankungen sind klinisch zu diagnostizieren (z. B. Herpes-simplex-Effloreszenz der Lippe, Windpocken bei Kindern) oder verlaufen ohne größere Beeinträchtigung des Allgemeinbefindens. Trotzdem ist es wichtig, die Verdachtsdiagnose mikrobiologisch bestätigen zu lassen, da:

• •Antivirale Chemotherapie zur Verfügung steht, die eingesetzt werden sollte (z. B. Infektionen durch VZV oder Influenzaviren).
• •Gefahr für Allgemeinheit oder bestimmte Bevölkerungsgruppen vermieden werden soll (z. B. Screening auf HIV und Hepatitisviren bei Blutspendern).
• •Über die Meldepflicht eine epidemiologische Überwachung möglich wird und Epidemien früh erkannt werden können.
• •Bei einigen Infektionen (z. B. Röteln oder genitalem Herpes in der Schwangerschaft) durch eine exakte Diagnose Behandlung und Prognose bestimmt werden.
• !Wichtig ist die Anamnese (Infektionsquelle?). Häufig Prodromalstadien vor Ausbruch der Erkrankung, schlechtes Ansprechen auf Antipyretika.

Labor

Im Gegensatz zu bakteriellen Infektionen:

• •BSG: Häufig nicht oder nur gering beschleunigt.
• •
  Leukozyten:

  • –
    Anfänglich Leukozytopenie mit Lymphozytopenie.
  • –
    Später Lymphozytose und Monozytose.
• •CRP: Nur geringer Anstieg.

Entscheidend ist der Nachweis virusspezifischer AK und/oder der Erregernachweis.

• •
  Akute Primärinfektionen:

  • –
    AK-Nachweis/Serologie → Nachweis einer Serokonversion (4-facher Titeranstieg und/oder spezifischer IgM-Nachweis).
  • –
    Antigennachweis mittels ELISA oder dir. IFT.
  • –
    Virusgenomnachweis mittels DNA-Hybridisierung oder PCR.
  • –
    Erregernachweis durch Virusisolierung.
• •
  Rekurrente Infektionen:

  • –
    AG-Nachweis mittels ELISA oder dir. IFT.
  • –
    Virusgenomnachweis mittels DNA-Hybridisierung oder PCR.
  • –
    Erregernachweis durch Virusisolierung kann bei produktiver Virusreplikation erfolgreich sein.
  • !
    AK-Nachweis/Serologie meist wenig hilfreich, da Titeranstieg oder IgM-Antikörper meist nicht detektierbar sind. Bei einzelnen Virusarten ist der differenzierte AK-Nachweis gegen isolierte virale Antigene weiterführend (EBV, HIV).
• •
  Feststellung des Immunstatus:

  • –
    Nach Hepatitisimpfung (Anti-HB_s).
  • –
    Bei Blutspendern: CMV-Status.
  • –
    Schwangerschaftsvorsorge: Rötelnimmunität.

Merke.

Auch bei klinisch („Kinderkrankheiten“) oder aufgrund einer gegebenen epidemiologischen Situation (z. B. Grippe) zu diagnostizierenden Virusinfektionen Material zur virologischen Diagnostik abnehmen, wenn:

• •Infektion atypisch oder mit Komplikationen verläuft.
• •Pat. einer Risikogruppe angehört: Immunsupprimierte, Grunderkrankungen.
• •Erkrankung nicht im typischen Alter auftritt: Zum Beispiel Mumps bei Erwachsenen.

27.1.3. Ansprechpartner bei Verdacht auf virales hämorrhagisches Fieber

Tab. 27.2.

Klinische Ansprech partner bei Verdacht auf virales hämorrhagisches Fieber^∗

Institution	Anschrift	Telefon, Fax, E-Mail
Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin	Bernhard-Nocht-Straße 74 20359 Hamburg	T: 0 40/42 81 80 (24 h) F: 0 40/42 81 83 78 E: bni@bni.uni-hamburg.de
Medizinische Klinik mit Schwerpunkt Infektiologie, Campus Virchow-Klinikum	Augustenburger Platz 1 13353 Berlin	T: 0 30/4 50 55 30 52 (7–16 Uhr) 0 30/4 50 50 (ab 16 Uhr) F: 0 30/4 50 55 39 06 E: infekt@charite.de
Städtisches Klinikum St. Georg, 2. Klinik für Innere Medizin	Delitzscher Straße 141 04129 Leipzig	T: 03 41/9 09 40 05 F: 03 41/9 09 26 35 E: innere2@sanktgeorg.de
Städtisches Krankenhaus Schwabing	Kölner Platz 1 80804 München	T: 0 89/30 68 26 20 (24 h) F: 0 89/30 68 38 68
Kompetenzzentrum Gesundheitsamt Frankfurt und Universitätsklinikum Frankfurt	Theodor Stern Kai 7 60596 Frankfurt	T: 0 69/44 10 33 (24 h) T: 0 69/63 01 74 10 F: 0 69/63 01 74 71
Tropenmedizinische Abteilung Missionsärztliche Klinik	Salvatorstraße 7 97074 Würzburg	T: 09 31/7 91 28 21 (8–16 Uhr) 09 31/79 10 (nach 16 Uhr) F: 09 31/7 91 28 26

Aus: Deutsches Ärzteblatt 98, Heft 41, Oktober 2001. Prof. Dr. Herbert Schmitz, Hamburg.

^∗Aufgelistet sind nur Institutionen mit Isolierräumen für hochinfektiöse Pat. Auskünfte geben auch verschiedene tropenmedizinische Einrichtungen und Gesundheitsämter.

27.2. Nachweis von Viren

27.2.1. Direkte Nachweisverfahren

Indikationen

• •Nachweis von Virusinfektionen, bei denen die Serologie versagt oder nicht aussagekräftig ist (immunsupprimierte Pat., Infektionen durch Herpes- oder Adenoviren, seltener auch durch Picornaviren, Togaviren, Influenzaviren oder Parainfluenzaviren).
• •Beurteilung einer epidemiologischen Situation, z. B. Influenza.

Prinzip, Verfahren

• •Direkter IFT, z. B. an Bläscheninhalt bei Herpes zoster.
• •Serologische Detektion von Virusantigenen (ELISA), z. B. HB_sAG.
• •Molekulargenetische Diagnostik mit DNA-Sonden → zunehmend angewendet.
• •PCR: Zunehmend angewendet.
• •
  Virusanzucht: Teuer und zeitaufwändig! Wird zunehmend durch molekularbiologische Methoden ersetzt.

  • –
    In Zellkulturen und im befruchteten Hühnerei.
  • –
    Im Versuchstier: Der Tierversuch (neugeborene Mäuse) ist die aufwändigste und Zeit raubendste Methode und findet deshalb nur dann Anwendung, wenn andere Nachweismöglichkeiten versagen.
• •Elektronenmikroskopie: Der elektronenmikroskopische Virusnachweis ist für die Routinediagnostik wenig geeignet und bleibt wissenschaftlichen Fragestellungen und Speziallabors vorbehalten.

27.2.2. Indirekte Nachweisverfahren

Indikationen

Nachweis spezifischer, gegen Viren gerichteter AK (IgG, IgM, IgA) im Pat.-Serum.

Prinzip, Verfahren

Die wichtigsten Verfahren zur AK-Titerbestimmung sind ELISA und IFT. Diese erlauben auch eine Differenzierung in die Immunglobulinklassen IgG, IgM und IgA. Neutralisationsteste und Hämagglutinations-Hemmteste verlieren an Bedeutung. Dafür werden immer häufiger Immunoblots u. Aviditätsbestimmungen angewandt.

Bewertung

Ergebnisse kritisch beurteilen. Ein positiver Befund (insbes. für IgG) erlaubt keine Aussage darüber, wie lange AK gegen das Virus bereits im Blut vorhanden sind.

Zur Beurteilung immer sog. gepaarte Seren prüfen. Untersuchung zweier Serumproben, von denen die eine zu Krankheitsbeginn und die andere etwa 14 d später entnommen wurde. Die Titerdifferenz gibt Auskunft über die Immunantwort des Organismus auf das geprüfte Virus.

Eine Viruserkrankung ist sicher bei:

• •Mindestens 4-fachem Titeranstieg in den ersten 10–14 d.
• •Mindestens 4-fachem Titerabfall im späteren Krankheitsverlauf.

Wichtig ist die parallele Untersuchung des spezifischen IgM als Indikator einer frühen Infektion! Deshalb bereits im frühen Erkrankungsbeginn Serum abnehmen!

Störungen und Besonderheiten

• •
  Falsch positive Ergebnisse bei:

  • –
    Kreuzreaktionen mit Antigenen eines anderen, nicht ursächlichen Erregers.
  • –
    Vorhandenen Impftitern.
• •
  Falsch negative Ergebnisse bei:

  • –
    Zu früher Serumentnahme: AK-Produktion hat noch nicht eingesetzt.
  • –
    Unterdrückter AK-Produktion durch Immunsuppression.

27.2.3. Materialgewinnung

Entnahme

• • Entnahmeort: Untersuchungsmaterial dort entnehmen, wo das Virus vermutet bzw. ausgeschieden wird. Übliche Proben sind Rachenspülwasser, Nasenspülwasser, Nasen-, Rachenabstriche und Körperflüssigkeiten wie Liquor, Urin, Tränenflüssigkeit, Sputum, Inhalt von Hautbläschen oder Stuhl.
• •
  Entnahmezeitpunkt:

  • –
    Für den direkten Virusnachweis: So früh wie möglich entnehmen! Virussynthese und Virämie eilen oft den klinischen Symptomen voraus. Außerdem kann der Wirtsorganismus rasch Virus neutralisierende AK bilden, die zu einer Bindung der Viruspartikel führen und somit die Diagnostik beeinträchtigen.
  • –
    Für den indirekten Erregernachweis (AK-Diagnostik): 2 Serumproben (→ Titerdifferenz) einsenden.
  • –
    Erste Serumprobe sofort bei Krankheitsbeginn.
  • –
    Zweite Serumprobe etwa 1–2 Wo. später entnehmen.
  • –
    Für die Bestimmung von virusspezifischem IgM: Nur eine Serumprobe früh zu Krankheitsbeginn. Das Ergebnis wird durch den IgG-Titeranstieg in gepaarten Serumproben erhärtet.

Aufbewahrung, Transport

• •Der Transport von Untersuchungsmaterial für die Virusisolierung muss rasch und immer in Flüssigkeit (Gewebekulturmedium mit Breitspektrumantibiotika zur Unterdrückung von Bakterien- und Pilzwachstum sowie Proteinzusatz) bei 2–6 °C erfolgen. Untersuchungsmaterial zur Isolierung von Influenzaviren darf kein Protein zugesetzt werden. Die Proben dürfen außerdem nicht eingefroren werden (Ausnahmen!). Im Zweifelsfall erteilt das mikrobiologische Labor Auskunft über geeignete Transportmedien oder stellt diese zur Verfügung.
• !Wenn gleichzeitig eine bakteriologische Diagnostik erfolgen soll, müssen für diese andere Medien benützt werden.
• •Verpackung und Angaben fürs Labor (1.2).
• •Virologische Diagnostik, insbes. die Virusisolierung, wird oft nur in wenigen Speziallaboratorien durchgeführt; vor Abnahme des Untersuchungsmaterials mit dem eigenen mikrobiologischen Labor oder Speziallabor in Verbindung setzen und Details des Procedere erfragen.

27.2.4. Blut

Indikationen

• •Direktnachweis (evtl. auch Anzucht) von Viren bei V.a. CMV-Infektion bei immunsupprimierten Pat., Infektion durch HIV, lymphozytäre Choriomeningitis, Eastern encephalitis, Western encephalitis, venezolanische Enzephalitis, Gelbfieber, Dengue-Fieber, Colorado-tick-Fieber, hämorrhagisches Fieber und Enzephalitis.
• •Gewinnung von Serum für die Virusserologie.

Durchführung

• •Virusisolierung: 10 ml Heparinblut.
• •Virusserologie: 1–2 ml Serum.
• • Transport, Lagerung: Kühl halten (2–6 °C) und schnell ins Labor bringen. Proben für Virusanzucht besonders schnell und schonend transportieren.

Bewertung

Mit Ausnahme der Anzucht von CMV in der Zellkultur ist die Anzucht aller anderen o.g. Viren aus Blut nur in Speziallaboratorien möglich (z.T. Hochsicherheitslaboratorien für virale Infektionserreger der Risikogruppen 3 und 4 nötig!).

27.2.5. Rachenspülwasser, Rachenabstrich

Indikationen

Direktnachweis von Viren bei V.a. Infektionen durch Adenoviren, Influenza- und Parainfluenzaviren, Entero- und Coxsackieviren, Masernviren, Mumpsviren, Rötelnviren, hämorragische Fieberviren.

Durchführung

• •Pat. mit 10 ml physiologischer Kochsalzlösung etwa 20 Sek. gurgeln lassen. Rachenabstrich mit sterilem Tupfer von Tonsillen und Rachenhinterwand.
• • Transport, Lagerung: Gurgelflüssigkeit in einem Becherglas auffangen und in ein Röhrchen mit Transportmedium umfüllen, Tupfer in Röhrchen mit Transportmedium einbringen.

Bewertung

Anzucht von Adenoviren und die Kultur von Influenza- und Parainfluenzaviren sowie von Entero- und Coxsackieviren ist oft nur in Speziallaboratorien möglich, die Diagnostik erfolgt primär serologisch sowie mittels AG-Nachweis oder PCR. Für hämorrhagische Fieberviren sind Hochsicherheitslaboratorien (Risikogruppe 3 und 4) erforderlich.

27.2.6. Nasenspülwasser

Indikationen

Nachweis von Rhinoviren und RSV.

Durchführung

• •Bei rückwärts geneigtem Kopf ca. 1 ml physiologische Kochsalzlösung in jedes Nasenloch tropfen, Pat. nach vorn neigen lassen, aus der Nase auslaufende Flüssigkeit in einem Becherglas auffangen.
• • Transport, Lagerung: In ein Röhrchen mit Transportmedium umfüllen und umgehend ins Labor bringen.

Bewertung

Anzucht von Rhinoviren meist nur zu epidemiologischen Zwecken (Speziallabor). RSV-Nachweis bei Pneumonie und Bronchiolitis von Säuglingen.

27.2.7. Nasopharyngealsekret

Indikationen

V.a. Infektion durch Influenza- oder Parainfluenzaviren, RSV oder Adenoviren.

Durchführung

• •Absaugen von Nasopharyngealsekret durch einen dünnen, in den unteren Nasengang eingelegten Schlauch (Absaugset).
• • Transport, Lagerung: Überführen der Absaugflüssigkeit in ein Röhrchen mit Transportmedium.

Bewertung

Siehe Rachenspülwasser (27.2.5), Nasenspülwasser (27.2.6).

27.2.8. Liquor

Indikationen

Nachweis von Enzephalitis oder Meningitis durch Mumpsviren, Enteroviren, lymphozytäre Choriomeningitisviren, Viren der Eastern encephalitis, Western encephalitis, venezolanische Enzephalitis.

Durchführung, Transport, Lagerung

Lumbalpunktion (26.3.3). Etwa 2 ml ohne Zusätze, bei verzögertem Transport bei –70 °C (nicht –20 °C!) einfrieren!

Bewertung

Anzucht meist nur in Speziallaboratorien.

27.2.9. Mittelstrahlurin

Indikationen

• •Nachweis von Embryopathien durch CMV oder Rubellaviren.
• •Nachweis einer produktiven CMV-Infektion bei immunsupprimierten Pat.
• •Virusnachweis bei hämorrhagischem Fieber.

Durchführung, Transport, Lagerung

Mittelstrahlurin (26.3.10). Urin direkt versenden (Lagerung möglichst bei 2–6 °C), nur bei verzögertem Transport 1 : 1 mit Transportmedium versetzen.

Bewertung

Bei V.a. CMV-Infektion mehrmals Urinproben einsenden (intermittierende Ausscheidung!). Anzucht von Rötelnviren nur in Speziallabors. Bei V.a. hämorrhagisches Fieber Hochsicherheitslaboratorien notwendig!

27.2.10. Tränenflüssigkeit

Indikationen

V.a. Keratitis oder Konjunktivitis durch HSV, Adenoviren oder Coxsackie- und Enteroviren.

Durchführung

• •Abstrich von der unteren Konjunktiva mit einem sterilen Wattetupfer.
• • Transport, Lagerung: Wattetupfer in ein Röhrchen mit Transportmedium einbringen und ins Labor bringen.

Bewertung

Direktnachweis mittels dir. IFT und PCR; Kultur nur in Speziallaboratorien (Ausnahme: HSV, z.T. auch Adenoviren).

27.2.11. Inhalt von Hautbläschen

Indikationen

Virusnachweis bei V.a. Infektion durch VZV oder HSV.

Durchführung

• •Sekret aus geschlossenen Bläschen aspirieren, aus offenen Bläschen mit Tupfer abstreichen.
• • Transport, Lagerung: In ein Röhrchen mit Transportmedium überführen und möglichst schnell ins Labor bringen.

Bewertung

Eine einfache HSV-Infektion an der Lippe ist meist klinisch zu diagnostizieren. Bei V.a. VZV-Infektion werden aus Bläscheninhalt sowohl der Direktnachweis mittels dir. IFT als auch PCR und evtl. Kultur durchgeführt.

27.2.12. Stuhl

Indikationen

Virusnachweis bei V.a. Infektion durch Rotaviren, Adenoviren, Hepatitis-A-Viren, Enteroviren, Coxsackieviren.

Durchführung

• •Stuhl 26.3.16.
• • Transport, Lagerung: Stuhl ohne Zusatz, bei längerer Transportzeit in Röhrchen mit Transportmedium versenden.

Bewertung

Nachweis von Rotaviren und Hepatitis-A-Viren (ELISA) sowie Adenoviren, Entero- und Coxsackieviren (dir. IFT, PCR) ist in fast allen virologischen Laboratorien etabliert.

27.2.13. Biopsie- und Autopsie-Untersuchungsmaterial

Indikationen

Virusnachweis bei:

• •V.a. Enzephalitis durch HSV, Masernvirus einschließlich SSPE, HIV, Rabiesvirus, JC-Virus.
• •Zervixpolypen durch Papillomavirusinfektion (→ DNA-Nachweis).

Durchführung

• •Abstrich, Biopsie- oder Autopsiematerial (1–2 g) steril entnehmen.
• • Transport, Lagerung: In Virustransportmedium aufnehmen und ins Labor bringen. Bei Transportdauer über 2 d bei –70 °C einfrieren.

Bewertung

Virusnachweis durch Virusisolierung aus dem Biopsiematerial mittels Zellkultur oder Virus-DNA-Nachweis mittels In-situ-Hybridisierung am Gewebe.

27.3. Pockenviren

Klinik

Vier Untergruppen mit unterschiedlicher Klinik:

• •
  Orthopoxviren:

  • –
    Menschenpocken: Variola major und Variola minor (Alastrim) sind seit 1977 weltweit ausgerottet! Potenzielles bioterroristisches Agens.
  • –
    Vaccinia-Virus: Virus des Pocken-Impfstoffes, kann bei immunsupprimierten Impflingen generalisieren.
  • –
    Tierpockenerreger (Affen-, Kuh-, Mäusepocken): Geringe Übertragungsrate auf den Menschen, Affenpocken-Verlauf ähnlich wie echte Pocken, Letalität 15 %, andere Tierpockenarten weniger ausgeprägt und meist auf Hände und Arme beschränkt. Kuhpocken in Europa häufig durch Katzen übertragen.
• •
  Parapoxviren:

  • –
    Melkerknotenvirus: Beim Melken auf den Menschen übertragen, lokalisierte Bläscheneffloreszenz an der Hand.
  • –
    Orfvirus: Lokalisierte pustulöse Hauterkrankung, die durch Schafe und Ziegen übertragen wird.
• • Tanapockenvirus: Lokalisierte Hautveränderung, Übertragung durch afrikanische Affen.
• • Molluscum contagiosum: Benigne Hauttumoren, Infektion durch engen Kontakt oder indirekt (z. B. Schwimmbäder). Meist Kinder betroffen. Multiple, bis zu 100 gutartige Knötchen besonders im Genital- und Analbereich.

Affen-Pockenviren gehören zur Risikogruppe 3 → Sicherheitslabor! Die ausgerotteten Menschenpocken gehörten der Risikogruppe 4 an.

Untersuchungsmaterial

• •
  Kultur und Direktnachweis:

  • –
    Bei frühem klinischem Verdacht: Rachenspülwasser, 10 ml Zitratblut.
  • –
    Später: Bläschen- und Pustelinhalt, Krusten.
• • Serologie: 1–2 ml Serum.

Mikrobiologische Diagnostik

In Deutschland nur im Bernhard-Nocht-Institut Hamburg und im Institut für Mikrobiologie der Bundeswehr in München.

• •
  Direktnachweis:

  • –
    Nachweis von Einschlusskörperchen in epidermalen Zellen mittels Giemsa-Färbung.
  • –
    Elektronenmikroskopie (charakteristische Morphologie).
  • –
    Direktpräparat (IFT): Hohe Kreuzreaktivität unter den Poxviridae!
  • –
    PCR zur Detektion von Orthopoxvirus ssp.
• • Kultur: Anzucht auf vorbebrüteten Hühnereiern oder in Gewebekultur (Vero-, HeLa-Zellen) → Speziallabor! Identifizierung des Isolats durch Agargeldiffusion, HAHT, IFT, Neutralisation (hohe Kreuzreaktivität unter den Poxviridae!), PCR.
• • Serologischer Antikörpernachweis: Nachweis spezifischer AK mittels HAHT, IFT, ELISA, Westernblot, NT. Nach durchgeführter Schutzimpfung lange hoher AK-Titer → nur ein 4-facher Titeranstieg ist beweisend.

Immunisierungsmöglichkeit

Die Pocken-Schutzimpfung wird nach Ausrottung der Menschenpocken nicht mehr empfohlen. Aktuell Bevorratung für Impfungen der Bevölkerung im Fall bioterroristischer Anschläge mit Menschenpocken.

27.4. Herpesviren

Die wichtigsten humanpathogenen Vertreter sind:

• •Herpes-simplex-Virus (HSV) 1 und 2 = Humanes Herpesvirus 1 und 2.
• •Varicella-Zoster-Virus (VZV) = Humanes Herpesvirus 3.
• •Epstein-Barr-Virus (EBV) = Humanes Herpesvirus 4.
• •Zytomegalie-Virus (CMV) = Humanes Herpesvirus 5.
• •Humanes Herpesvirus Typ 6 (HHV 6).
• •Humanes Herpesvirus Typ 7 (HHV 7).
• •Humanes Herpesvirus Typ 8 (HHV 8).
• •Herpes-B-Virus.

Herpesviren persistieren lebenslang nach der Primärinfektion im Körper: HSV und VZV in den sensorischen Ganglien, CMV wahrscheinlich in den Epithelzellen von Speicheldrüsen und in den Tubuluszellen der Nieren, EBV in den Epithelzellen der Mundschleimhaut. Bei einer Störung des Gleichgewichtes zwischen latenter Virusinfektion und Abwehrlage können Rezidive bzw. Reaktivierungen entstehen. Solche Störungen sind z. B. Sonnenbestrahlung, hormonelle Veränderungen, Infektionen mit anderen Erregern und allgemeine Stressfaktoren.

27.4.1. Herpes-simplex-Virus

Zwei Serotypen (1 u. 2) sind humanpathogen.

Klinik

• • HSV 1: Meist in der Kindheit durch Schmierinfektion erworben (50–100 % der erwachsenen Bevölkerung sind durchseucht): Bläschenförmige Hautveränderungen im Orofazialbereich, selten Keratitis oder lebensbedrohliche, nekrotisierende Enzephalitis.
• •
  HSV 2:

  • –
    Sexuell übertragbare Infektion des Erwachsenenalters, Durchseuchungsrate je nach sexueller Promiskuität 20–80 %. Bläschenbildung auf der Schleimhaut des Genitalbereichs, Fieber und regionale Lymphknotenschwellung.
  • –
    Herpes neonatorum durch Infektion im Geburtskanal: Herpessepsis mit generalisierter Haut-, Milz-, Leber- und Hirnbeteiligung.

Untersuchungsmaterial

• •
  Kultur und Direktnachweis:

  • –
    HSV 1: Rachenspülwasser, Bläschenflüssigkeit und zellhaltige Abstriche von Haut-/Schleimhautläsionen.
  • –
    HSV 2: Bläschenflüssigkeit und zellhaltige Abstriche von Haut-/Schleimhautläsionen. Wenn typ. Läsionen fehlen, sind auch Speichel, Genitalsekrete und Urin geeignete Untersuchungsmaterialen. Trachealsekret und BAL bei V.a. Infektion der Atemwege, Liquor bei ZNS-Infektionen.
• • Serologie: 1–2 ml Serum.

Herpesenzephalitis

Therapie bereits bei Verdacht! Zur Bestätigung etwa 2 ml Liquor ohne Zusätze direkt ins Labor. Bei verzögertem Transport bei –70 °C (nicht –20 °C!) einfrieren!

• •Differenzialzellbild im Liquor (Lymphozytose).
• •Nachweis von spezifischen IgG- und IgM-AK im Liquor unter Ausschluss einer Schrankenstörung.
• •HSV-1-PCR im Liquor → Methode der Wahl!
• •Virusisolierung aus dem Liquor kaum möglich.

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis: Erregernachweis mittels PCR, dir. IFT, ELISA, DNA-Hybridisierung.
• • Kultur: Virusanzucht in Zellkulturen (humane embryonale Fibroblasten oder Vero-Zellen) und AG-Nachweis nach Kurzzeitkultur (1–2 d) bzw. nach Auftreten des typischen CPEs. Isolatidentifizierung durch dir. IFT oder mittels ELISA mit typenspezifischen monoklonalen Antiseren.
• • Serologischer AK-Nachweis: Aufgrund des hohen Durchseuchungsgrades der Bevölkerung ist nur ein Anstieg des spezifischen IgM oder ein mindestens 4-facher IgG-Titeranstieg verwertbar. Dies geschieht aber meist nur in Fällen schwerer, generalisierter Erkrankungen. Starke Kreuzreaktivität zwischen HSV 1 und 2. Mit Western-Blot-Methode Differenzierung besser möglich.

Antibiotikaempfindlichkeit

• •Leichte Effloreszenzen: Lokal Aciclovir.
• •Schwere Infektionen: Systemisch Aciclovir, Valaciclovir, Penciclovir, Famciclovir, Brivudin (nur gegen HSV 1 wirksam). Foscarnet bei resistenten HSV.

27.4.2. Varicella-Zoster-Virus

Klinik

Bei Erstinfektion Manifestation als Windpocken. Die Viren persistieren lebenslang. Bei Rezidiv Zweitmanifestation als Herpes Zoster.

• • Windpocken: Hochkontagiöse Tröpfcheninfektion → bei Kindern mild verlaufend, typisches zentripedales papulöses Exanthem auf Haut und Schleimhaut. Komplikationen bei Erwachsenen und Immunsupprimierten: Bakterielle Superinfektionen, Enzephalitis, Varizellenpneumonie. Bei schweren Immundefekten hämorrhagische Verlaufsformen (sowohl bei Primärinfektion als auch bei Reaktivierung). Präpartale Infektionen der Mutter sind selten und können in Ausnahmefällen Fehlbildungen des Kindes zur Folge haben (keine Interruptioindikation!). Perinatale Infektionen können beim Neugeborenen generalisierte Windpocken verursachen, die durch die Gabe von spezifischen Immunglobulinen und Acycloguanosin behandelt werden müssen.
• • Herpes Zoster (Gürtelrose): Zweitmanifestation des VZV: Effloreszenzen ähneln denen der Windpocken, jedoch folgen sie streng dem Innervationsgebiet der jeweils betroffenen Nervenwurzel, in dessen Spinalganglion das Herpesvirus persistiert. Der Zoster beginnt mit allgemeinem Krankheitsgefühl und mit Schmerzen im Dermatom durch Entzündung der sensiblen Nervenwurzeln und Spinalganglien. Wichtigste Komplikation sind v.a. bei älteren Pat. persistierende Zosterschmerzen, die oft sehr hartnäckig sind. Gefürchtet ist ein Ausbreiten des Zosters auf den gesamten Körper (Zoster generalisatus) bei Immunschwäche oder schwerer Grunderkrankung.

Untersuchungsmaterial

• • Kultur und Direktnachweis: Bläschenflüssigkeit und zellhaltige Abstriche von den Hautläsionen, Liquor, EDTA-Blut, BAL, Fruchtwasser, Gewebeproben für Virusanzucht in Virustransportmedium transportieren.
• • Serologie: 1–2 ml Serum.

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis: Direkter Erregernachweis mittels PCR, dir. IFT, ELISA, DNA-Hybridisierung.
• • Kultur: In geeigneten Zellkulturen (humane embryonale Fibroblasten, primäre Affennierenzellen) verzögerter CPE mit typischer Morphologie nach 3–8 d. Isolatidentifizierung durch dir. IFT mit monoklonalen Antiseren. Indiziert f. Resistenzbestimmung u. molekulare Charakterisierung von Virusisolaten.
• •
  Serologischer Antikörpernachweis:

  • –
    Nachweis einer Primärinfektion: Mindestens 4-facher Titeranstieg der spezifischen AK (KBR, ELISA) oder Nachweis eines spezifischen IgM (ELISA).
  • –
    Bei Zostererkrankungen Serokonversion in der VZV-KBR (KBR wird nach Primärinfektion im Kindesalter mit der Zeit oft negativ, deshalb wird beim Zoster eine KBR-Serokonversion beobachtet, wenn früh genug eine erste Serumprobe untersucht wird). Titeranstieg im indir. IFT und im IgG-ELISA, meist auch Anstieg des spezifischen IgA (zuverlässig) und IgM (unregelmäßig).
  • –
    Varizellenembryopathie: Persistenz des VZV-IgG beim Kind > 6 Mon. Selten IgM oder IgA nachweisbar.
  • –
    Immunstatus: Durch IgG-ELISA (KBR zu unempfindlich) oder Fluoreszenz-Antikörper-Membran-Antigen-Test (FAMA) → nur in Speziallabors.

Antibiotikaempfindlichkeit

• •Schwere Verläufe von Windpocken (immunsupprimierte Pat., perinatale Varizellen): Kombination von Virustatikum und Varicella-Zoster-Immunglobulin.
• •Zoster: Frühzeitige systemische Therapie mit Aciclovir, Brivudin, Famciclovir oder Valaciclovir.
• !Das Reye-Syndrom (fettige Leberzelldegeneration mit akuter Enzephalopathie) bei Kindern mit Varizellen wird mit der Einnahme von Acetylsalicylsäure assoziiert.

Immunisierungsmöglichkeit

Aktive Immunisierung mit Lebendimpfstoff als Indikationsimpfung nach den aktuellen STIKO-Empfehlungen.

27.4.3. Zytomegalie-Virus

Klinik

Das Zytomegalie-Virus (CMV) persistiert nach Infektion lebenslänglich (Endothel, Knochenmark, Speicheldrüsen, Nierentubuluszellen → Virusausscheidung in Speichel und Urin). Etwa 50 % der Bevölkerung sind durchseucht. Man unterscheidet:

• •
  Intrauterin erworbene Infektionen (Embryopathien): Bei mütterlicher Primärinfektion oder Reaktivierung.

  • –
    Primärinfektionen im 1. und 2. Trimenon der Schwangerschaft → schwerste Schädigungen des Kindes: Mikrozephalie, intrazerebrale Verkalkungen, Hörschäden, Optikusatrophie, Chorioretinitis, Ikterus, Hämolysen, Thrombozytopenie, Hepatosplenomegalie.
  • –
    Spätere oder durch Reaktivierung erworbene intrauterine Infektionen → keine oder nur geringgradige Schäden.
• •
  Perinatale Infektionen: Infektion durch Kontakt mit dem Virus in Geburtskanal, Muttermilch, Transfusionen. Meist asymptomatische Klinik, aber langjährige CMV-Ausscheidung.

  • !
    Ausnahme: Frühgeborene mit unreifem Immunsystem (Pneumonitis).
• •
  Postnatal erworbene Infektionen: Tröpfchen- oder Schmierinfektionen, seltener durch Transfusion übertragen. Krankheitsausprägung nach Immunstatus:

  • –
    Immunkompetente Personen: Asymptomatisch oder „grippaler Infekt“ oder „Mononukleose“ mit Fieber, leichter Hepatitis und Lymphozytose (EBV-Serologie negativ). Selten interstitielle Viruspneumonie.
  • –
    Immunsupprimierte Pat.: Fieber, Leuko- und Thrombozytopenie, Enteritis durch Ulzerationen im Magen-Darm-Trakt, interstitielle Pneumonie, Hepatitis, Retinitis und Enzephalitis.
  • !
    Die CMV-Infektion verstärkt die Immunsuppression → die Pat. versterben z.T. an Superinfektionen mit Pilzen oder Bakterien.

Untersuchungsmaterial

• •
  Kultur und Direktnachweis:

  • –
    Neugeborene: Urin und Speichel. Nur bei Neugeborenen Material der ersten Wahl, da das Virus auch bei asymptomatischen Trägern intermittierend in Speichel und Urin ausgeschieden wird.
  • –
    Alle anderen Pat.: Leukozyten zum Nachweis einer zellassoziierten Virämie, die mit einem invasiven Krankheitsverlauf korreliert. Auch brauchbar sind bronchoalveoläre Lavageflüssigkeit und Autopsieproben, Urin, Rachenspülungen, Liquor.
  • –
    Schwangere: Leukozyten, aber auch Zervixabstrich und Fruchtwasser, nach der Geburt auch Muttermilch.
• • Serologischer Antikörpernachweis: 1–2 ml Serum.

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis: Direkter Erregernachweis mittels dir. IFT (z. B. pp65-Antigennachweis in peripheren Leukozyten), DNA-Hybridisierung oder PCR.
• •
  Kultur:

  • –
    Anzüchtung in humanen Fibroblasten oder MRC-5-Zellen.
  • –
    Kurzzeitkultur: 24–48 h mit anschließendem Nachweis des „early antigen“ durch IFT oder Immunperoxidasetechnik.
  • –
    Langzeitkultur: 2–10 Wo. mit anschließender Beurteilung des CPE. Identifizierung des Isolats durch dir. IFT mit monoklonalen Antiseren.
• •
  Serologischer Antikörpernachweis:

  • –
    Lebenslange Erregerpersistenz → ständige, spezifische AK-Produktion → serologischer IgG-Nachweis nur bei Blutspendern von Relevanz (25.5, Transfusionsmedizin).
  • –
    Nachweis einer Primärinfektion: IgG-Serokonversion, IgM-/IgA-Nachweis. Nachweis niedrigavider IgG-AK bei Primärinfektion (zuverlässiger als Nachweis von IgM-AK), rekombinanter Immunoblot.
  • –
    Reaktivierung: IgM-/IgA-Nachweis.

Bei 60 % der betroffenen Neugeborenen, die Virus ausscheiden, bleibt der IgM-Nachweis negativ → PCR u./od. Virusanzucht erforderlich!

Antibiotikaempfindlichkeit

Bei schweren Krankheitsverläufen (CMV-Pneumonie, Retinitis, Gastroenteritis, Hepatitis) Anti-CMV-Immunglobulin und Ganciclovir – allein oder als Kombinationstherapie. Erfolg gering. Bei Ganciclovir-Resistenz: Foscarnet oder Cidofovir. Therapiemonitoring: pp65-AG, PCR.

27.4.4. Epstein-Barr-Virus

Das Epstein-Barr-Virus (EBV) persistiert lebenslang in B-Lymphozyten.

Klinik

Infektiöse Mononukleose: Fieber, Angina, Milz- und Lymphknotenschwellung, charakteristische Lymphozytose, teilweise morbilliformes Exanthem am gesamten Körper. Selten Beteiligung anderer Organe (u.a. Leber, Herz, Lunge, Hirn, Nerven oder Niere). Reaktivierungen verlaufen bei Immungesunden asymptomatisch.

Chronisch aktive EBV-Infektionen kommen bei Immungesunden vor. Infektionen von Pat. mit zellulären Immundefekten führen zum „B-lymphoproliferativen Syndrom“, einer malignen Proliferation immortaler, EBV-transformierter B-Lymphozyten mit Lymphombildung.

EBV-assoziierte Malignome sind auch das Burkitt-Lymphom in holoendemischen Malariagebieten Afrikas sowie das Nasopharyngealkarzinom in China.

Untersuchungsmaterial und mikrobiologische Diagnostik

• •
  Serologie: 1–2 ml Serum. Nachweis unterschiedlicher Reaktionsmuster einzelner AK-Klassen gegen verschiedene EBV-Antigene:

  • –
    Virus-Capsid-AG (VCA): Strukturproteine von Viruskapsid und -hülle, Bildung in der lytischen Phase nach Beginn der DNA-Replikation.
  • –
    Frühantigen (EA): Regulatorische Proteine, Bildung vor der DNA-Replikation von EBV. EA-D (diffuses EA-AG), EA-R (restringiertes AG).
  • –
    Epstein-Barr-Virus-spezifisches nukleäres Antigen (EBNA): Bildung in latent mit EBV infizierten Zellen, dient der Differenzierung frischer, stattgehabter oder reaktivierter Infektionen.
  • –
    Nachweis heterophiler AK (gegen Schafserythrozyten) im Paul-Bunnell-Test.
  • –
    Alternatives Testkonzept mit Bestimmung der Avidität von IgG-AK gegen VCA und EBNA (Blot).

    Tab. 27.3.

    Antikörperspektrum von EBV-assoziierten Erkrankungen

    Erkrankung	VCA-IgM	VCA-IgA	VCA-IgG	EA-D-IgA	EA-D-IgG	EA-R-IgG	Anti-EBNA	Het. AK
    Akute infektiöse -Mononukleose	+	(+)	+	–	+		–	+
    Kürzlich durchgemachte infektiöse Mononukleose	–		+	–	+	+/–	+/–	+/–
    Vor längerer Zeit durchgemachte infektiöse Mononukleose	–	–	+	–	–	–	+	–
    Burkitt-Lymphom	–	–	+	–	–	+	+	–
    Nasopharyngealkarzinom	–	+	+	+	+	–	+	–

• •
  Direktnachweis (Speziallabor → nur bei Immunsupprimierten u. Tumorpatienten):

  • –
    EDTA-Blut, respirator. Sekrete, Liquor, Gewebe von Nasopharyngealkarzinomen und Burkitt-Lymphomen zum Nachweis von Virus-DNA (PCR, IFT u. Hybridisierung nur noch selten angewandt).
  • –
    Nachweis EBV-transformierter Lymphozyten in Heparinblut (DNA, EBNA-Nachweis).
  • !
    Anzucht im lytischen Zellkultursystem ist nicht möglich! EBV kann in Nabelschnurlymphozyten angezüchtet und die Transformation der B-Lymphozyten mittels dir. IFT (EBNA-AG) nachgewiesen werden (Speziallabor).
• •
  Ergänzende Laborparameter:

  • –
    Blutbild: Lymphozytose.
  • –
    Leberenzyme (ALAT, ASAT): Häufig erhöht.

Antibiotikaempfindlichkeit

Eine effektive Therapie von EBV-Infektionen ist bisher nicht bekannt.

27.4.5. Humane Herpesviren 6, 7 und 8, Herpes-B-Virus

Klinik

• •
  Humanes Herpesvirus Typ 6 und 7:

  • –
    Erreger des Exanthema subitum, syn. Roseola infantum (folgenloses Drei-Tage-Fieber bei Kindern). Im Alter von 6 Mon. bis 1½ J durch HHV-6, im Alter von 1–3 J durch HHV-7. Mononukleose-ähnliche Krankheitsbilder bei älteren Kindern wurden beschrieben. Durchseuchung 60–80 %. Komplikationen: Fieberkrämpfe, Enzephalitis, Thrombozytopenie, Hepatitis.
  • !
    Nach Knochenmarktransplantation können HHV-6- oder HHV-7-Infektionen letal enden!
  • –
    Bei Immunsuppression (Knochenmark- oder Organtransplantation, AIDS) Reaktivierung: Fieber, Mononukleose-ähnliches Krankheitsbild mit Exanthem, Hepatitis, Lymphadenopathie, Panzytopenie, auch Pneumonitis und Retinitis sowie Enzephalitis.
  • –
    Verursachung des chronischen Müdigkeitssyndroms, Induktion maligner lymphoproliferativer Erkrankungen bei Erwachsenen mit zellulärer Immundefizienz sowie Bahnung von Autoaggressionserkrankungen werden derzeit diskutiert.
• • Humanes Herpesvirus Typ 8: HHV-8 steht in enger Assoziation zum Kaposi-Sarkom und zu B-Zell-Lymphomen des Bauchraumes (primäre Erguss-Lymphome) bei AIDS-Pat. Durchseuchung der gesunden Bevölkerung in Nicht-Endemiegebieten 1–20 %, in Endemiegebieten (Mittelmeerraum, Zentralafrika) u. in Risikogruppen (HIV-Pos., Transplantierte, homosex. Männer) über 50 %.
• • Herpes-B-Virus: Das Herpes-B-Virus (syn.: Herpesvirus simiae) ist das Herpes-simplex-Virus der Affen. Übertragungen durch Bisse, Kratzwunden, Zellkulturarbeiten führen zu schwerer Meningoenzephalomyelitis. AG-Verwandtschaft zu HSV.

Untersuchungsmaterial

• •
  Kultur und Direktnachweis:

  • –
    HHV-6- und -7-Isolierung: EDTA-Blut, Liquor, Biopsiematerial.
  • –
    HHV-8-Nachweis: Gewebebiopsien von Kaposi-Sarkomen oder Lymphomen, Speichel, EDTA-Blut.
  • –
    Herpes-B-Virus-Nachweis: Bläschenflüssigkeit und Biopsiematerial, Liquor, Tränenflüssigkeit, respirator. Sekrete, Urin, Stuhl.

Herpes-B-Virus gehört zur Risikogruppe 3 → Sicherheitslabor!

• • Serologie: 1–2 ml Serum.

Mikrobiologische Diagnostik

• •
  Direktnachweis:

  • –
    HHV-6, -7 und Herpes-B-Virus: PCR aus Blut oder Liquor (bei ZNS-Beteiligung).
  • –
    HHV-8: PCR aus Gewebebiopsien von Kaposi-Sarkomen od. Lymphomen, Speichel, EDTA-Blut. Differenzierung zw. Latenz u. aktiver Replikation mittels Viruslast-Bestimmung, Nachweis freier Viren im Plasma u. mRNA-Nachweis mittels RT-PCR.
  • !
    Ein positiver Nachweis von HHV-8-DNA im Blut von AIDS- und Transplantationspatienten impliziert ein hohes Risiko für die Entwicklung eines Kaposi-Sarkoms.
• •
  Kultur (Speziallabor!):

  • –
    HHV-6 und -7: Isolierung peripherer mononukleärer Zellen nach Sedimentation und Dichtegradientenzentrifugation mit nachfolgender Langzeitkultur unter PHA- und IL 2-Stimulation (z.T. in Kokultur mit Nabelschnurzellen). Nach 4–5 Wo. Auftreten eines CPE. Identifizierung des Isolats mittels dir. IFT.
  • –
    Herpes-B-Virus: Anzucht in Vero-Zellen oder primären Affennierenzellen → CPE nach 7–10 d. Identifizierung mittels NT unter Verwendung von Antiseren gegen Herpes-B-Virus (gute Neutralisation) und HSV (schlechte Neutralisation).
• •
  Serologischer Antikörpernachweis:

  • –
    HHV-6, -7 und -8: Indir. IFT, ELISA (IgM, IgG), Immunoblot, Aviditätsbestimmungen. Kreuzreaktivität zu CMV und EBV (HHV-6 und HHV-7).
  • –
    Herpes-B-Virus: KBR → mindestens 4-facher Titeranstieg nötig. Ausgeprägte Kreuzreaktion zu HSV! Auch ELISA, IFT u. Immunoblot eingesetzt (hauptsächl. Forschung).
  • !
    HHV-6-Infektionen sind für 12 % der EBV-negativen Fälle von heterophilen Antikörpernachweisen verantwortlich!
  • !
    Serokonversion gegenüber HHV-8-Kapsidproteinen (ELISA) geht der klinischen Manifestation eines Kaposi-Sarkoms bis zu 1 J voraus!

Antibiotikaempfindlichkeit

HHV-6 ist gegen Ganciclovir, Cidofovir und Foscarnet sensibel, aber relativ resistent gegenüber Aciclovir. Für HHV-7 und HHV-8 sind bisher keine spezifischen Therapiemaßnahmen bekannt. Eine antiretrovirale Therapie bei AIDS führt häufig zur Regression von Kaposi-Sarkomen (Verbesserung des Immunstatus). Herpes-B-Virus: Wundreinigung, Valaciclovir für 14 d (Postexpositions-Prophylaxe). Bei manifester Erkrankung Ganciclovir.

27.5. Hepatitis-Viren

27.5.1. Hepatitis A

Klinik

RNA-Virus. Übertragung fäkal-oral durch kontaminiertes Wasser oder verunreinigte Lebensmittel. Erkrankungen in Deutschland fast ausnahmslos durch Einschleppung aus Entwicklungsländern. Inkubationszeit 2–6 Wo.

Infektiöse Hepatitis: Bei Erwachsenen z.T. ikterische Verläufe, bei Kindern oft asymptomatisch. Selten fulminante Verläufe mit tödlichem Ausgang (0,1 %). Keine Spätschäden. Lebenslange Immunität.

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an akuter Virushepatitis, Nachweis des Hepatitis-A-Virus!

Untersuchungsmaterial

Abb. 27.1.

HepatitisA – serologischer Verlauf

• • Direktnachweis: Stuhl → Virusausscheidung hauptsächlich in der Inkubationszeit! Erregernachweis in Stuhl und Serum im Krankheitsverlauf mit hochempfindlicher PCR-Technik lange möglich.
• • Serologie: 1–2 ml Serum.

Mikrobiologische Diagnostik

• •
  Direktnachweis:

  • –
    PCR: Nachweis der Virus-RNA in Stuhl, EDTA-Blut oder Serum.
  • –
    ELISA: AG-Nachweis im Stuhl (verliert zugunsten der PCR an Bedeutung).
• • Kultur: Schwierig, niemals routinemäßig!
• •
  Serologischer Antikörpernachweis: Nachweis von:

  • –
    Anti-HAV-IgM beweist eine frische Infektion (IgM vom Beginn der ersten Symptome an 3–6 Mon. lang nachweisbar).
  • –
    Anti-HAV-IgG ist ebenfalls ab Beginn der Krankheitssymptome nachweisbar und persistiert lebenslang. Später sichert es bestehende Immunität (ab 20 IU/l Anti-HAV).

Ergänzende Laborparameter

Leberenzyme (GPT > GOT) ↑, Bilirubin ↑, AP und γ-GT nur initial und bei Cholestase ↑, Serumeisen ↑, γ-Globuline ↑, Lebersyntheseparameter (CHE, Albumin, Quickwert) nur bei fulminantem Verlauf ↓.

Immunisierungsmöglichkeit

• •Indikationsimpfung für medizinisches Personal, Kanalisations- und Klärwerksarbeiter, homosexuelle Männer u. Heterosexuelle mit promiskuitivem Verhalten, Hämophiliepatienten und Pat. mit chron. Lebererkrankungen.
• •Reiseimpfung in Regionen mit hoher Hepatitis-A-Prävalenz. Empfehlenswert: Kombinationsimpfstoff mit Hepatitis B.

27.5.2. Hepatitis B

Klinik

DNA-Virus, weltweites Vorkommen. Übertragung durch Blut oder Blutprodukte (Risiko: 1 : 500 000), menschliche Sekrete wie Samen, Zervixsekret, Speichel, Tränenflüssigkeit, nicht ausreichend sterilisierte medizinische Instrumente. Inkubationszeit 2–6 Mon. Hepatitis, häufig ikterisch.

• •Akuter Verlauf mit Ausheilung: 90–99 % der Fälle bei Kindern und Erwachsenen, 5–20 % der Fälle bei Neugeborenen und Säuglingen. Letalität infolge fulminanter Hepatitis ≤ 1 %.
• •Chronisch aktive bzw. chronisch persistierende Hepatitis: 1–10 % aller Fälle bei Kindern und Erwachsenen, 80–95 % aller Fälle bei Neugeborenen und Säuglingen. Folge kann eine Leberzirrhose oder ein primäres Leberzellkarzinom sein.

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an akuter Virushepatitis, Nachweis des Hepatitis-B-Virus.

Die Hepatitis-B-Genotypen (Tab. 27.4 ) determinieren die Ansprechbarkeit auf eine Interferontherapie. Die Genotypen A u. B sprechen besser auf Interferon-α an als die Genotypen C u. D. Genotypbestimmung mittels Genotyp-spezif. DNA-Sonde od. Sequenzanalyse.

Tab. 27.4.

Vorkommender Hepatitis-B-Genotypen

Genotyp	Vorkommen
A 1	Afrika, Südasien
A 2	Mitteleuropa, Weiße in den USA
B 1–B 4	Ostasien
C 1–C 3
C 4	Australien
D 1–D 4	Weltweit
E	Westafrika
G	Weltweit
F 1–F 2	Indianische Bevölkerung Süd- und Mittelamerika
H

Untersuchungsmaterial

Serologie und PCR: 1–2 ml Serum. Nichtfixierte Leberbiopsie zum Nachweis intrahepatischer Virus-DNA.

Mikrobiologische Diagnostik

• •
  Direktnachweis: HB_s-AG (Virushüllen-AG)-Nachweis mittels ELISA.

  • –
    Nachweisbarkeit: Wo. vor bis Wo. nach der akuten Erkrankung.
  • !
    5–10 % aller Infektionen sind HB_s-AG-negativ. Deshalb gehört zur vollständigen Hepatitis-Diagnostik immer die Bestimmung des Anti-HB_c-IgM, das zu Beginn der Infektion (vor dem Auftreten von Anti-HB_s und Anti-HB_c) hochpositiv ausfällt.
  • –
    Parameter für Verlauf: Bei HB_s-AG-Persistenz ≥ 6 Mon. chronische Hepatitis.
• • HBV-DNA: Nachweis mittels Realtime-PCR aus dem Blut des Pat. zur Verlaufskontrolle bei antiviraler Therapie.
• • Kultur: Entfällt.

Serologischer Antikörpernachweis

Abb. 27.2.

HepatitisB – serologischer Verlauf

Anti-HB_s-AK (Antikörper gegen das HB_s-AG)

• •
  Nachweisbarkeit:

  • –
    Nach ausgeheilter Infektion zusammen mit Anti-HB_c.
  • –
    Nach Impfung gegen Hepatitis B ohne Anti-HB_c.
• •Parameter für Immunität: Schutz ab einem Titer von 10 U/l.

Anti-HB_c-AK (Antikörper gegen das Core-Antigen des Virus)

• •
  Nachweisbarkeit 3–5 Wo. nach dem Auftreten des HB_s-AG und vor der klinischen Manifestation. Persistenz:

  • –
    Anti-HB_c-IgM bis zu 12 Mon.
  • –
    Anti-HB_c-IgG lebenslang.
• •Parameter für DD: Beweis für Infektion, nach Impfung nicht nachweisbar.

HB_e-AG (Abbauprodukt des HB_c-AG)

• •Nachweisbarkeit zu Beginn der Erkrankung.
• •
  Parameter für:

  • –
    Verlauf: Bei Persistenz ≥ 11 Wo. chronisch aktive Hepatitis.
  • –
    Infektiosität, da Marker für die aktive Virusreplikation.

Anti-HB_e-AK (Antikörper gegen das HB_e-AG)

• •Nachweisbarkeit nach Verschwinden des HB_e-AG.
• •Parameter für Ausmaß der Virämie bei chronischen HB_sAG-Trägern: Bei Nachweis geringe Virämie.
• !Unsicherer Parameter → besser den HBV-DNA-Nachweis (Hybridisierung, PCR) einsetzen.

Tab. 27.5.

Serologische Marker der Hepatitis-B-Infektion

Krankheitsstadium	HBsAG	Anti-HBs	Anti-HBc-IgG	Anti-HBc-IgM	HBeAG	Anti-HBe	Virus-DNA (PCR)
Inkubationszeit	+	–	–	–	+/–	–	(+)
Akute Hepatitis → Rekonvaleszenz	+ → –	– → +	– → +	+ → –	+ → –	– → +	+ → –
Chronisch aktive Hepatitis	+ +	–	+	+	+	–	+
Chronisch persistierende Hepatitis	+	–	+	–	–	+/–	(+)
Asymptomatische Träger	+	–	+	–	–	(+)/–	(+)
Immunität nach-Infektion	–	+	+	–	–	+ → –	–
Immunität nach Impfung	–	+	–	–	–	–	–

+ positiv, ++ stark positiv, (+) schwach positiv, +/– nicht immer positiv, → – wird im Verlauf (Rekonvaleszenz) negativ, → + wird im Verlauf (Rekonvaleszenz) positiv, – negativ

Bei folgenden Konstellationen besteht V.a. Escape-Mutanten:

• •HBV-DNA (PCR) positiv, HB_S-AG negativ.
• •HB_S-AG positiv, Anti-HB_S positiv.

Diese werden manchmal von Immunoassays nicht erkannt. Nachweis mittels Amplifikation und Sequenzierung des S-Gens.

Ergänzende Laborparameter

Hepatitis A 27.5.1.

Antibiotikaempfindlichkeit

Bei chronischer Hepatitis A sind die Polymerase-Inhibitoren Lamivudin, Adefovir u. Entecavir wirksam. Pegyliertes Interferon-α ist besonders bei Pat. mit hoher Entzündungsaktivität (↑↑ Transaminasen) nützlich u. wirksamer als Polymerase-Inhibitoren, hat aber auch schwerwiegende Nebenwirkungen.

Therapieindikation ab 10 000 Kopien/ml (≙ 2000 IU/ml). Bei Lamivudin-Resistenz Telbivudin.

Immunisierungsmöglichkeit

• •Aktivimpfung mit gentechnisch hergestelltem Hepatitis-B-Adsorbatimpfstoff. Impfschema: 0–1–6 Mon. Sehr unterschiedliche Immunantwort → Beurteilung des Impfschutzes mittels Antikörpertiterkontrolle. Schutz ab 10 U/l.
• •Empfohlen für alle Säuglinge und Kleinkinder (Bestandteil des regulären Impfkalenders). Im Erwachsenenalter Indikationsimpfung für bisher nicht immunisiertes medizinisches Personal, Dialysepatienten, Pat. mit häufigem Blutbedarf oder vor größeren Operationen, HB_sAG-negative Pat. mit chronischen Lebererkrankungen, Menschen mit Kontakt zu HB_sAG-Trägern, Risikogruppen (homosexuelle Männer, Drogenabhängige, Prostituierte).

Tab. 27.6.

Hepatitis-B-Prophylaxenach Exposition (STIKO-Empfehlungen)

Aktueller Anti-HBs-Wert	Erforderlich ist die Gabe von
	HB-Impfstoff	HB-Immunglobulin
> 100 U/I	Nein	Nein
≥ 10 – < 100 U/I	Ja	Nein
< 10 U/I	Ja	Ja
Nicht innerhalb der nächsten 48 h zu bestimmen	Ja	Ja

27.5.3. Hepatitis C

Das Hepatitis-C-Virus (HCV) ist ein RNA-Virus mit Hülle und gehört taxonomisch zu den Flaviviren. Es werden sechs Genotypen und mehr als 80 Subtypen unterschieden:

• •Genotyp 1a und 1b: USA und Westeuropa.
• •Genotyp 1b, 2a und 2b: Japan und Taiwan.
• •Genotyp 3: Thailand, Nordeuropa, Australien.
• •Genotyp 4: Mittlerer Osten, Afrika.
• •Genotyp 5: Südafrika.
• •Genotyp 6: Südostasien.

Klinik

Vorkommen weltweit. Prävalenz unter Blutspendern in Deutschland 0,4–0,7 %. Leberzellzerstörung durch CD8-T-Zell-vermittelte Apoptose.

• •
  Übertragung:

  • –
    In der Vergangenheit vorwiegend durch Bluttransfusionen (10–30 % aller posttransfusionellen Hepatitiden). In Deutschland wird jede Blutkonserve auf AK gegen HCV und mittels HCV-PCR getestet! Das Risiko einer HCV-Übertragung durch Transfusionen wird heute auf 1 : 15 Mio. Blutkonserven geschätzt.
  • –
    Erhöhte Prävalenz bei i.v.-Drogenabhängigen, homosexuellen Männern (↑ Viruslast bei HIV-Koinfektion), nach Organtransplantationen, bei Hämodialysepatienten und nach Tätowierungen und Nadelstichverletzungen.
  • –
    Vertikale Transmission von Mutter auf Kind (Risiko bei HCV-positiven Müttern: ≤ 10 %).
  • –
    Infektionsrisiko bei Stichverletzung durch HIV-kontaminierte Kanülen: 2–3 %.
• • Inkubationszeit: Im Mittel 5–12 Wo. Inkubationszeiten bis zu mehreren Mon. wurden beschrieben.
• • Krankheitsverlauf: 75 % der akuten Infektionen verlaufen subklinisch. Zu 50–80 % chronische Verlaufsform, 20–30 % mit Zirrhoseentstehung. Teilweise Übergang in ein primäres Leberzellkarzinom.
• • Häufige Krankheitsassoziationen: Gemischte Kryoglobulinämie, membranoproliferative Glomerulonephritis, Porphyria cutanea tarda, Sjögren-Syndrom, Polyarteriitis nodosa, transiente aplastische Anämien und Agranulozytosen, dermatologische Erkrankungen (Lichen ruber planus, Erythema exsudativum multiforme).

Genotypen bestimmen Krankheitsverlauf und Ansprechen auf Interferon-α-Therapie, z. B.

• •Genotyp 1b: Höhere Prävalenz von zirrhotischem Leberumbau und hepatozellulärem Karzinom, schlechtes Ansprechen auf Interferon-α.
• •Genotyp 2a: Minimale histologische Veränderungen.
• •Genotyp 1a, 2 oder 3: Gutes Ansprechen auf Interferon-α.

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an akuter Virushepatitis, Erstnachweis des Hepatitis-C-Virus!

Untersuchungsmaterial

Serologie: 1–2 ml Serum.

Mikrobiologische Diagnostik

• •
  Direktnachweis:

  • –
    PCR zur Amplifikation von HCV-cDNA nach vorheriger reverser Transkription der HCV-RNA. Beweist aktive HCV-Infektion, wird etwa 20 d nach Infektion positiv. Kann jedoch bei geringer Virusreplikation oder Viruspersistenz außerhalb des Blutkompartiments falsch negativ ausfallen.
  • –
    Quantifizierung der HCV-RNA mittels PCR zur Beurteilung eines Therapieeffektes und Festlegung der Therapiedauer.
  • –
    HCV-Genotyp-Bestimmung (serologisch oder mittels PCR) zur Prognose eines Therapieeffektes und Festlegung der Therapiedauer.
• •
  Serologischer Antikörpernachweis:

  • –
    IgG-AK können ab 4–6 Wo. nach Infektion mittels ELISA nachgewiesen werden (diagnostisches Fenster!). Lebenslange Persistenz bei chronischer Hepatitis C (Korrelation mit persistierender Virämie), bei Ausheilung nach Jahren keine IgG-AK mehr nachweisbar. Cave: Bei Pat. mit niedriger HCV-Virämie können Anti-HCV-AK im Serum fehlen!
  • –
    Nachweis von spezifischem IgM engt das diagnostische Fenster nur unwesentlich ein. Außerdem entwickeln Pat. mit mildem Verlauf einer akuten Hepatitis C nur selten IgM-AK, bei akuten Schüben einer chronischen Hepatitis C sind nur bei 50 % der Pat. IgM-AK nachweisbar.
  • –
    Bestätigungtest bei positivem ELISA mittels rekombinantem Immunoblot-Assay (RIBA): AK-Nachweis gegen Antigensequenzen des Coreproteins sowie der Nichtstrukturproteine (NS) 3, 4 und 5: Mindestens 2 der AG-Bereiche müssen durch die AK im Patientenserum erkannt werden. Alternativ HCV-PCR.

Ergänzende Laborparameter

Hepatitis A, 27.5.1.

Antibiotikaempfindlichkeit

Pegyliertes Interferon-α, möglichst in Kombination mit Ribavirin, führt bei etwa 40 % der Pat. zur anhaltenden Viruselimination. Proteaseinhibitoren und Consensus-IFN-α werden in Studien aktuell evaluiert.

27.5.4. Hepatitis D

Das Hepatitis-D-Virus (HDV) ist ein defektes Einzelstrang-RNA-Virus, das keine eigene Hülle besitzt. Es bekommt diese durch ein Helfervirus (HBV) zur Verfügung gestellt. Es tritt somit nur als Koinfektion mit Hepatitis B oder als Superinfektion eines HBV-Trägers auf.

Klinik

Das Virus ist in Süditalien, Nordafrika und in den arabischen Ländern häufig. Bei Koinfektion Inkubationszeit und Klinik wie HBV. Bei Superinfektion eines HBV-Trägers mit HDV fulminante Hepatitis durch direkte Zytotoxizität des HDV.

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an akuter Virushepatitis, Nachweis von Hepatitis-D-Virus!

Untersuchungsmaterial

Serologie: 1–2 ml Serum.

Mikrobiologische Diagnostik

Diagnostik mittels serologischem AG- und AK-Nachweis durch ELISA, HDV-RNA mittels RT-PCR. Ein immunhistologischer Nachweis in Leberbiopsiegewebe (Speziallabor!) ist möglich.

• •
  Akutphase:

  • –
    HD-AG: Bei Superinfektion oft besser nachweisbar als bei Koinfektion, persistiert nur kurz! HDV-RNA-Nachweis ist zuverlässiger!
  • –
    Anti-HD-IgM: Oft einziger Marker während des späten Akutstadiums, wenn HD-AG schon nicht mehr nachweisbar ist.
• •Chronische Verläufe: Anti-HD-IgG. HDV-RNA.
• •Ausheilung: Anti-HD-IgG persistiert nur kurz!
• !Zusätzlich vollständige serologische Diagnostik einer Hepatitis B.

Tab. 27.7.

Serologische Marker der Hepatitis D-Infektion

Krankheitsstadium	HBV		HDV
	HBsAG	Anti-HBc-IgM	HDV-RNA	HDAG	Anti-HD-IgM	Anti-HD-IgG
Akute Hepatitis (HDV-/HBV-Koinfektion)	(+)	+	+	(+)	+	(+)
Akute Hepatitis (HDV-/HBV-Superinfektion)	+	–	+	(+)	+	(+)
Chronische Hepatitis (HDV/HBV)	+	–	+	–	(+)/–	+
+ positiv, (+) schwach positiv, – negativ

Ergänzende Laborparameter

Hepatitis A, 27.5.1.

Immunisierungsmöglichkeit

Die Hepatitis-B-Impfung schützt aufgrund der Pathogenese auch vor Hepatitis D.

27.5.5. Hepatitis E

Klinik

Bisher hauptsächlich in Indien, Asien und Afrika sowie Mittelamerika beobachtetes RNA-Virus. Übertragung fäkal-oral durch kontaminiertes Trinkwasser. Inkubationszeit 5–6 Wo.

Verlauf gleicht einer Hepatitis A → subklinische Verläufe bei Kindern, Cholestase bei Erwachsenen. Letalität 0,5–3 %. Ausnahme: Bei schwangeren Frauen oft fulminanter und tödlicher Verlauf (Letalität 10–20 % – ungeklärte Ursache).

Genotypen:

• 1.Asien, Afrika.
• 2.Mexiko.
• 3.USA.
• 4.China, Taiwan

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an akuter Virushepatitis, Nachweis des Hepatitis-E-Virus!

Untersuchungsmaterial

• • Serologie: 1–2 ml Serum.
• • Direktnachweis: Stuhl.

Mikrobiologische Diagnostik

• •Ausschluss einer Hepatitis A mittels IgM-Serologie sowie einer Hepatitis B (HB_sAG, Anti-HB_c-IgM).
• •Immunelektronenmikroskopie mit polyklonalen Antiseren zum Nachweis aggregierter Calicivirus-Partikel im Stuhl (Speziallabor!).
• •AK-Nachweis im indir. IFT an virushaltigen Leberschnitten (Speziallabor!) → differenziert nicht zwischen einer akuten oder einer durchgemachten Hepatitis E.
• •PCR- und ELISA- sowie Immunoblot-Tests wurden entwickelt, in Deutschland aber wegen der geringen epidemiologischen Bedeutung von Hepatitis E nicht routinemäßig eingesetzt.
• •POCT: Für den Einsatz in Entwicklungsländern als immunchromatografischer Test.

Ergänzende Laborparameter

Hepatitis A, 27.5.1.

27.5.6. Hepatitis G

Die Hepatitis-G-Viren (HGV) wurden erstmals 1995 als weitere Non-A-/Non-B-Hepatitisviren beschrieben. Diese Flaviviren besitzen eine Einzelstrang-RNA und weisen eine große Ähnlichkeit mit dem Hepatitis-C-Virus auf. Beweise für eindeutige Erkrankungsassoziation zwischen HGV-Infektion und Hepatitis stehen jedoch aus!

Etwa 1,5 % der Bevölkerung in Deutschland sind PCR-positiv für HGV. Der Übertragungsmodus entspricht dem von HBV bzw. HCV. Ein ELISA zum AK-Nachweis wurde kürzlich entwickelt → AK-Produktion setzt erst ein, wenn HGV-RNA nicht mehr nachweisbar ist. Bisher kein routinemäßiger Einsatz!

27.5.7. TT-Virus

DNA-Virus mit möglicher Verwandtschaft zu Parvoviren, das in Japan gehäuft bei posttransfusionellen Hepatitiden gefunden wurde. Aber auch fäkal-orale Übertragungsmechanismen werden diskutiert. 1–10 % der Population sind TTV-positiv (PCR). Die klinische Signifikanz ist fraglich.

27.5.8. Andere Hepatitisformen

Akute Virus-Hepatitiden sind abzugrenzen von anderen Formen der infektiösen Hepatitis.

• •Viral: EBV, CMV, HSV, VZV, Coxsackieviren, Polioviren, Gelbfieberviren.
• •Bakteriell: Brucellen, Leptospiren, Rickettsien, Pneumokokken, Salmonellen.
• •Selten: Tbc, Lues, Aktinomyzeten, Amöbiasis, Schistosomiasis, Leishmaniose, Toxoplasmose, Malaria.

27.6. Adenoviren

Klinik

DNA-Viren (6 humanpathogene Spezies A–F mit 51 Serotypen), die durch Tröpfchen- oder Schmierinfektion übertragen werden. Hohe Kontagiosität, Persistenz in Tonsillengewebe. Folgende Erkrankungen sind möglich:

• •Infektionen des oberen Respirationstraktes bei Kindern: Schnupfen, Pharyngitis, Tonsillitis.
• •Infektionen des unteren Respirationstraktes bei Kindern und Erwachsenen mit Immundefekten: Bronchitis, Pneumonie. Husten kann pertussisähnlich sein. Vereinzelt Komplikationen: Meningoenzephalitis oder Hepatitis.
• •Pharyngo-konjunktivales Fieber bei Kindern im Kindergarten- und Schulalter: „Schwimmbadfieber“ im Sommer → follikuläre Konjunktivitis mit Fieber, Pharyngitis und Lymphknotenschwellungen.
• •Epidemische Konjunktivitis: Nosokomiale Infektion in Augenkliniken und -praxen mit milder Beteiligung des oberen Respirationstraktes.
• •Akute hämorrhagische Infektionen der unteren Harnwege.
• •Gastroenteritis bei Kindern.

Namentlich bei Direktnachweis von Adenoviren im Konjunktivalabstrich!

Untersuchungsmaterial

• • Kultur und Direktnachweis: Rachenspülwasser, Nasopharyngealsekret, Trachealaspirat oder bronchoalveoläre Lavage, Konjunktivalsekret, Liquor, Stuhl, Urin.
• •
  Serologie: 1–2 ml Serum.

  • !
    Cave: Adenoviruserkrankungen sind hochkontagiös! Besondere Vorsicht im Umgang mit dem Untersuchungsmaterial!

Mikrobiologische Diagnostik

• •
  Direktnachweis:

  • –
    Nachweis von Adenoviren im Stuhl oder im Nasopharyngealsekret mittels PCR, ELISA, dir. IFT, Latexagglutination. Quantitative PCR zur Ermittlung der Viruslast.
  • –
    Elektronenmikroskopischer Nachweis von Viruspartikeln im Stuhl bei Gastroenteritis (Speziallabor!).
• •
  Kultur: Humane embryonale Nierenzellen (HEK), aber auch HeLa oder HEp-2-Zellen:

  • –
    CPE nach 1–4 Wo.
  • –
    Genussspezifische Typisierung mittels dir. IFT, ELISA oder Elektronenmikroskopie.
  • –
    Typenbestimmung durch HAHT oder Neutralisation mit typenspezifischen Antiseren, zunehmend auch durch DNA-Restriktionsanalyse oder PCR.
• • Serologischer Antikörpernachweis: 4-facher Titeranstieg in der KBR, im NT, HAHT oder im ELISA mit gepaarten Proben ist für eine Infektion beweisend.

27.7. Papillomaviren und Polyomaviren

Klinik

Papillomaviren (HPV)

DNA-Viren, die durch direkten Hautkontakt und Geschlechtsverkehr übertragen werden. Inkubationszeit 3 Mon. bis zu 2 J. Hautwarzen, anogenitale Warzen (Condyloma acuminata), orale Papillome, Atemwegspapillome, Haut-, Zervix-, Penis- und Blasenkarzinome, Tonsillenkarzinome.

Die Typisierung der HPV dient der Einteilung in Risikogruppen für die Entstehung von Karzinomen bei infizierten Pat.

Polyomaviren

Die Namen stehen für die Initialen der Pat., bei denen sie zum ersten Mal isoliert wurden:

• •
  JC-Virus: Verursacht bei schweren Immundefekten (AIDS, Hodgkin-Lymphom, Leukosen) progressive, multifokale Leukenzephalopathie (PML) mit folgenden Symptomen:

  • –
    Früh → multifokal neurologisch, ähnlich einer multiplen Sklerose mit Mono- oder Hemiparese, Ataxie, Dysarthrie, Gedächtnisstörungen, Sprachstörungen, Rindenblindheit.
  • –
    Spät → oft Quadroplegie, schwere Demenz, komatöser Zustand. Rasch progredienter Verlauf, nach Auftreten erster Symptome innerhalb von 2–4 Mon. tödlich.
  • !
    60–75 % der gesunden Weltbevölkerung sind seropositiv (Infektion im Kindesalter, Viruspersistenz in der Niere) → Krankheitsausbruch vermutlich durch Reaktivierung des latenten Virus.
• • BK-Virus: Infektion im Kindesalter, Viruspersistenz in der Niere. Hämorrhagische Zystitiden nach Nieren- und Knochenmarktransplantation. Cave: 75 % der Weltbevölkerung sind seropositiv, vermutlich ebenfalls Reaktivierung bei Immunsuppression.

Untersuchungsmaterial

• • Papillomaviren: Biopsie oder zellhaltige Abstriche von verdächtigen Arealen, hauptsächlich des Genitaltraktes.
• •
  Polyomaviren:

  • –
    JCV: Liquor, Hirnbiopsien, Urin, Autopsie-Untersuchungsmaterial.
  • –
    BKV: Urin.

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis Papillomaviren: Virus-DNA-Nachweis mittels PCR (Consensus Primer) mit anschließ. DNA- Hybridisierung (typenspezifische Sonden). Alternativ Hybridisierung ohne vorherige Amplifikation, direkte In-situ-Hybridisierung. Synchrone Detektion der 17 relevantesten HPV-Typen durch neuen DNA-Chip. HPV-Viruslast durch Realtime-PCR.
• •
  Direktnachweis Polyomaviren:

  • –
    JCV: PCR im Liquor (im Frühstadium z.T. noch negativ!), Virusnachweis in den Zellkernen der betroffenen Oligodendrozyten immunhistochemisch, durch IFT, mittels DNA-Hybridisierung, PCR oder direkt elektronenmikroskopisch.
  • –
    BKV: Im Urinsediment durch PCR oder Elektronenmikroskopie.
• •
  Kultur (nur Speziallabor!):

  • –
    JCV: Aus Urin oder Hirnbiopsie in humanen fetalen Gliazellen.
  • –
    BKV: Aus Urin in humanen diploiden Fibroblasten.
• • Differenzierung mittels HAHT.
• • Serologie: Entfällt.

Nachweis von BKV im Urin auch bei Immunsupprimierten ohne Erkrankung!

Immunisierung

Empfohlene Impfung (HPV 16, 18) für Mädchen zw. dem 12. u. 17. Lj. seit März 2007.

27.8. Parvoviren

Der einzige humanpathogene Vertreter dieser kleinen DNA-Viren ist Parvovirus B19.

Klinik

Tröpfcheninfektion mit Erstinfektion meist schon im Kindesalter → Ringelröteln (Erythema infectiosum): Röteln-ähnlicher Ausschlag, zuerst im Gesicht, dann an Extremitäten und Rumpf. Erstinfektionen Erwachsener variieren zwischen unspezifischem Fieber („grippaler Infekt“) und Arthropathien ähnlich einer rheumatischen Erkrankung (häufig junge Frauen). Parvovirus B19 kann gelegentlich auch über Blutkonserven und Blutprodukte übertragen werden.

• •
  Komplikationen:

  • –
    Transiente aplastische Krisen bei Sichelzellanämie, Thalassämie oder hereditärer Sphärozytose. Häufig kein begleitender Hautausschlag! Kann lebensgefährlich sein → Transfusionen notwendig!
  • –
    Hämolytische Anämien besonders bei Immundefekten.
• • Embryopathie: Bei intrauteriner Infektion in 20 % Fruchttod oder Hydrops fetalis.

Untersuchungsmaterial

• • Serologie: 1–2 ml Serum.
• • Direktnachweis: Rachensekret, EDTA-Blut, Liquor, Gelenkpunktat, fetales Gewebe, Fruchtwasser, Nabelschnurblut bei V.a. Embryopathie.

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis (Speziallabor!): Virusnachweis in Serum und Rachensekret mittels PCR.
• • Kultur: Parvovirus B19 kann in humanen Knochenmarkzellen oder fetalen Leberzellen in Anwesenheit von Interleukin 3 und Erythropoetin oder in MB-02-Zellen (immortale Megakaryozyten-Leukämiezellen) unter Zusatz von GM-CSF und Erythropoetin kultiviert werden. Diese aufwändige Methode bleibt aber meist nur wissenschaftlichen Fragestellungen vorbehalten.
• • Serologischer AK-Nachweis: Die Diagnose beruht auf IgM-Nachweis (IgG nur bei Serokonversion innerhalb von zwei Blutabnahmen beweisend!) mittels ELISA. Zusätzl. IgG-Aviditätsbestimmung. Bestätigung mittels Western-Blot. Cave: Bei Schwangeren nicht auf negativen IgM-Nachweis verlassen → PCR aus mütterlichem (und kindlichem) Material!

Ergänzende Laborparameter

Hämoglobin → bis ↓, Retikulozyten ↓↓, (erythrozytäre Vorläuferzellen im Knochenmark ↓↓).

Die Verwendung von Parvovirus-B19-PCR-getesteten Blutkonserven verhindert die transfusionsassoziierte Übertragung des Virus.

27.9. Reoviren

Die Bezeichnung Reoviren stellt eine Abkürzung für Respiratory Enteric Orphan Viruses dar. Die wichtigsten Gattungen sind die Orbiviren, Reoviren und Rotaviren.

27.9.1. Orbiviren

Klinik

Colorado tick fever: Im Südwesten der USA, durch Zecken übertragen, Inkubationszeit 3–6 d, meist milder Verlauf mit biphasischem Fieberanstieg, Myalgien, Abgeschlagenheit, Zephalgien, Konjunktivitis, abdominellen Beschwerden. Krankheitserscheinungen für 7–10 d. In 5 % der Fälle Komplikationen durch Meningoenzephalitis oder hämorrhagisches Fieber.

In Osteuropa verursachen die durch Holzböcke übertragenen Kemerow- und Tribecy-Viren ähnliche Krankheitserscheinungen.

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an virusbedingtem hämorrhagischen Fieber, Nachweis von Erregern hämorrhagischen Fiebers!

Untersuchungsmaterial

• • Serologie: 1–2 ml Serum.
• • Kultur und Direktnachweis: 10 ml Heparin- oder Zitratblut.

Mikrobiologische Diagnostik

• •
  Direktnachweis:

  • –
    RT-PCR als Goldstandard.
  • –
    AG-Nachweis in Erythrozyten mittels dir. IFT (Sensitivität geringer als Kultur oder PCR).
• • Kultur: Virusisolierung in der Zellkultur (Speziallabor!) besonders zur Frühdiagnose geeignet (erste Krankheitstage).
• • Serologischer AK-Nachweis: ELISA, Westernblot, indir. IFT. Nachweis von spezifischem IgM für akute Infektion beweisend. AK-Anstieg oft erst sehr spät.

27.9.2. Rotaviren

7 AG-Gruppen (A–G). Gruppe A am häufigsten im klinischen Untersuchungsgut.

Klinik

Schmierinfektion (Virusausscheidung weitgehend über den Darm), seltener auch Tröpfcheninfektion. Bevorzugt Kinder zwischen 6 Mon. bis 2. Lj. Infektion der Enterozyten des Dünndarms → osmotische Diarrhö mit Elektrolyt- und Wasserverlust, teilweise Erbrechen. Subklinische Infektionen (etwa 50 % gesunde Ausscheider bei Kleinkindern) bis zur tödlichen Exsikkose möglich.

Gestillte Babys sind durch das spezifische IgA in der Muttermilch (besonders hohe Konzentration im Kolostrum!) in den ersten Lebenstagen gegen Rotavirusinfektionen geschützt!

Namentlich bei Nachweis von Rotaviren!

Untersuchungsmaterial

Kultur und Direktnachweis: Stuhl.

Mikrobiologische Diagnostik

• •
  Direktnachweis:

  • –
    AG-Nachweis relativ einfach mittels ELISA oder Latexagglutinationstest mit mono- oder polyklonalen AK (Gruppe-A-Rotaviren), Dot-Hybridisierung oder RT-PCR.
  • –
    Membran-ELISA als POC-Diagnostikum verfügbar, etwa 20 Min. bis zum Ablesen erforderlich.
• • Kultur: In primären Affennierenzellen (MA104) oder humanen Kolonkarzinomzellen (CaCo-2) → kein CPE! Differenzierung der Isolate mittels dir. IFT und Serotypisierung mittels NT. Nicht routinemäßig durchgeführt (Speziallabor!).
• • Serologie: Entfällt, da fast 100 % Durchseuchung.

Differenzialdiagnostisch abgegrenzt werden müssen Astroviren, die nach den Rotaviren zu den häufigsten Verursachern von Gastroenteritiden bei kleinen Kindern zählen (Anteil: 3–9 %). Die Schwere der Erkrankung ist jedoch geringer als bei Rotaviren. Nachweis im Stuhl mittels RT-PCR, Antigen-ELISA oder Anzucht in CaCO-2- oder LLC-MK₂-Zellen (nicht routinemäßig). In Speziallabor auch Elektronenmikroskopie.

27.10. Togaviren

Die Gruppe der Togaviren unterteilt sich in Rubella-Viren und Alphaviren (ehemals Arboviren Gruppe A). RNA-Einzelstrang-Viren mit Hülle. Die ehemalige Gruppe B der Arboviren wurde in der neuen Nomenklatur zu Flaviviren umbenannt (27.11). Die Erreger der übrigen, durch Arthropoden übertragenen Virusinfektionen wurden der Familie der Bunyaviren (27.12) zugeordnet.

27.10.1. Rubellavirus

Klinik

Rötelnerkrankung. Die RNA-Viren werden sowohl durch Tröpfchen- als auch durch Schmierinfektionen übertragen.

• • Postnatale Infektion: Nach Inkubationszeit von 2–3 Wo. leichte Infektion des oberen Respirationstraktes, gefolgt von einem makulopapulösen Exanthem und zervikal-nuchalen Lymphknotenschwellungen. Seltene Komplikationen: Arthritis, Otitis, Enzephalitis, Endomyokarditis. 50 % der Infektionen verlaufen subklinisch und ohne Exanthem! Lebenslange Immunität.
• •
  Intrauterine Infektion bei Infektion der Mutter:

  • –
    In den ersten drei bis vier Schwangerschaftsmon. → Abort oder schwere Embryopathie mit Mikrozephalie, Kataraktbildung, Mikrophthalmie, angeborenen Herzfehlern, Taubheit, Hepatosplenomegalie mit Ikterus, Thrombozytopenie und hämolytischer Anämie.
  • –
    In den späteren Schwangerschaftsmon. → diskrete, oft erst später bemerkte Sprach- und Hörstörung möglich.

Nicht namentliche Meldung konnataler Infektionen durch Rubellavirus!

Untersuchungsmaterial

• • Serologie: 1–2 ml Serum.
• •
  Kultur und Direktnachweis: Nur für pränatale Diagnostik und bei Kindern mit V.a. Rötelnembryopathie → Speziallabor!

  • –
    Pränatal: Zervikalsekret der Mutter, Chorionzottenbiopsiematerial, Fruchtwasser, Nabelschnurblut.
  • –
    Postnatal: Rachensekret, Heparinblut, Liquor, Urin vom Kind.

Mikrobiologische Diagnostik

Bei akuter Infektion

Serologie: Zwei Serumproben im Abstand von 10 d im HAHT oder im IgG- und im IgM-ELISA (μ-capture-Assay): 4-facher Titeranstieg oder der Nachweis spezifischer IgM-AK sind für eine akute Infektion beweisend. IgM-AK persistieren 4–8 Wo. nach der Infektion. Bewährt hat sich die Verwendung von mindestens 2 verschiedenen ELISA-Testkits zum Nachweis des spezifischen IgM sowie die Bestimmung der Avidität von IgG-AK (niedrige Avidität = frische Infektion). Im IgG-Immunoblot wird die Kinetik der IgG-AK verfolgt. AK gegen Glykoprotein E 1 u. C-Protein werden in der Frühphase der Infektion, AK gegen Glykoprotein E 2 ab 4. Mon. nach Infektion gebildet.

Bei V.a. Rötelnembryopathie

• •
  Pränatal:

  • –
    Serologie mit dem mütterlichen Serum wie bei akuter Infektion. Im Zweifelsfall Nachweis rötelnspezifischer IgM-AK im Fetalblut (Nabelschnurvene) zwischen der 22. und 23. SSW.
  • –
    Direktnachweis: Virusnachweis aus Chorionzottenbiopsie (8.–16. SSW) oder Fruchtwasser (ab 23. SSW) → Nested-RT-PCR.
  • –
    Kultur: Anzucht in Zellkultur und Identifizierung des Isolates (dir. IFT, Nested-RT-PCR).
• •
  Postnatal:

  • –
    Serologie: Untersuchung von zwei kindlichen Serumproben im Abstand von 10 d in der Hämagglutinationshemmung sowie im IgG- und im IgM-ELISA (μ-capture-Assay): In den ersten 6 Lebensmon. ist der alleinige IgG-Nachweis kein Beweis. IgG sind plazentagängig und können von der Mutter stammen. Nachweis von Röteln-spezifischem IgM ist für eine stattgehabte intrauterine Infektion verdächtig.
  • –
    Virusnachweis zur Diagnosesicherung aus Rachensekret, Urin, Liquor und Buffy-coat des Kindes → Nested-RT-PCR, Zellkultur.

Bestimmung des Immunstatus bei Frauen

Serologie: IgG-Nachweis mittels HAHT. Schutz bei Titer über 1 : 32.

Immunisierungsmöglichkeit

• •
  Aktive Rötelnimpfung: Empfohlen im Alter von 12–15 Mon. in Kombination mit der Masern- und Mumpsimpfung. Wiederholung im 5.–6. Lj.

  • !
    Impfschutzprüfung vor jeder Schwangerschaft.
• • Passive Impfung: Rötelnimmunglobulin (nur IgG, kaum IgM) bei rötelnexponierten, seronegativen Schwangeren in der Frühgravidität bis zu sieben d nach Exposition. Diese Therapie stört serologisch kaum. Weiterhin serologische Überwachung, um den Erfolg der Gammaglobulingabe zu kontrollieren.

27.10.2. Alphaviren

Klinik

Verursachen fieberhafte, z.T. mit Meningoenzephalitis oder Polyarthritis einhergehende Erkrankungen von Mensch und Tier. Übertragung durch Moskitos.

Hauptverbreitungsgebiete:

• •USA: Eastern encephalitis, Western encephalitis.
• •damerika: Venezolanische Enzephalitis, Mayarofieber.
• •Afrika: O‘nyong-nyong-Fieber, Chikungunya-Fieber, Semliki-Forest-Fieber.
• •Südostasien: Chikungunya-Fieber, Semliki-Forest-Fieber.
• •Australien: Ross-River-Fieber, Barmah-Forest-Fieber.
• •In Afrika, Australien, Asien und Nordosteuropa kommen Sindbisvirusinfektionen vor (Fieber, Arthralgien, Myalgien, Exantheme).

Chikungunya-Fieber ist im Sommer 2007 erstmalig in Norditalien (Emilia-Romagna, Provinz Ravenna) aufgetreten. Es erkrankten 151 Personen.

Diagnostik ist Speziallaboratorien vorbehalten (Sicherheitsstufe 3–4!).

Untersuchungsmaterial, mikrobiologische Diagnostik

• • Serologie: 1–2 ml Serum, 1 ml Liquor → AK-Nachweis (ELISA IgG, IgM).
• • Direktnachweis mittels PCR oder serologische AG-Detektion (dir. IFT).
• • Kultur: Virusnachweis aus Blut, Liquor oder Hirngewebe (Anzucht in Vero- oder Moskitozellen → Differenzierung mittels dir. IFT, HAHT, KBR oder ELISA).

27.11. Flaviviren

Ehemals Gruppe B der Arboviren. RNA-Einzelstrangviren mit Hülle.

Klinik

Folgende Erkrankungen werden durch Flaviviren ausgelöst:

• •
  Dengue-Fieber: Vorkommen: Europa (Mittelmeerländer), Ostasien (v.a. Thailand), Nordafrika, Süd- und Mittelamerika und Indien. Übertragung durch Stechmücken. Inkubationszeit 2–7 d. Starke Zunahme der Fallzahlen in den letzten Jahren.

  • –
    Bei Erstinfektion: Fieber, Schüttelfrost, Kopfschmerzen, erythematöse Schwellung im Gesicht und Gelenkschmerzen, gefolgt von makulopapulärem Exanthem.
  • –
    Bei Zweitinfektion mit einem anderen Serotyp: Schock, da die bereits bestehenden Antikörper kreuzreaktiv, aber nicht neutralisierend sind. → Immunkomplexe aktivieren das Komplement- und Kininsytem.
• •
  Gelbfieber: Vorkommen: Tropisches Mittel- und Südamerika, in Afrika südlich der Sahara. Übertragung durch Stechmücken der Gattungen Aedes spec. und Haemagogus spec. Inkubationszeit 3–6 d. Zweiphasiger Krankheitsverlauf:

  • –
    Virämie → allgemeine Symptome wie Fieber, Kopfschmerzen, Schüttelfrost und Übelkeit.
  • –
    Organmanifestation sehr vielschichtig, da das Virus viszerotrop ist: Gelbsucht, Albuminurie, Oligurie, Koma, Blutungen, Muskel- und Gelenkschmerzen.
  • !
    Letalität bei Organmanifestation: ~50 %.
• •
  FSME (europäische Frühsommer-Meningoenzephalitis): Vorkommen: Vor allem in Osteuropa, Süddeutschland und Österreich. Übertragung durch den Biss der Zecke Ixodes ricinus („Holzbock“). Inkubationszeit 1–2 Wo.

  • –
    Primär uncharakteristische grippeähnliche Prodromi, denen ein symptomloses Intervall von 1–20 d folgt.
  • –
    Danach erneuter Fieberanstieg mit variablen meningitischen oder meningoenzephalitischen Symptomen (Kopfschmerzen, Bewusstseinsstörungen, psychische Alteration, Paresen insbes. der oberen Extremitäten und des Schultergürtels, Sensibilitätsstörungen). Die Lähmungserscheinungen sind klinisch nicht von einer Poliomyelitis zu unterscheiden. Letalität in Europa etwa 1 %. Bleibende Folgen in Form von Lähmungen oder psychischen Veränderungen sind möglich.
• • Hämorrhagisches Fieber und Enzephalitis: In Afrika, Asien und Amerika wurden weitere Flaviviren beschrieben, die von Moskitos oder Zecken übertragen werden und hämorrhagisches Fieber oder Enzephalitis auslösen können: West-Nil-Fieber (seit 1999 in Nordamerika nachweisbar), Japanische Enzephalitis, St.-Louis-Enzephalitis, Murray-Valley-Enzephalitis, Rocio-Enzephalitis, Omsker hämorrhagisches Fieber, Kyasanur-Waldkrankheit.

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an virusbedingtem hämorrhagischem Fieber, Nachweis von FSME-Virus, Nachweis von Gelbfiebervirus, Nachweis von anderen Erregern hämorrhagischen Fiebers!

Untersuchungsmaterial, mikrobiologische Diagnostik

• •
  Dengue-Fieber:

  • –
    Serologie: 1–2 ml Serum. AK-Nachweis (mindestens 4-facher Titeranstieg in KBR, HAHT oder NT). Westernblot zum Nachweis von AK gegen Nichtstrukturproteine bei Zweitinfektion.
  • –
    Kultur: 10 ml Heparin- oder Vollblut in der ersten Fieberphase. Virusanzucht (Mückenzellen, Verozellen) und anschließende Identifizierung des Isolates mittels dir. IFT.
  • –
    PCR zum Virusnachweis im Serum (nur Speziallabors).
• •
  Gelbfieber:

  • –
    Serologie: 1–2 ml Serum. AK-Nachweis mittels HAHT, ELISA oder NT (mindestens 4-facher Titeranstieg). IgM-AK persistieren nach Erkrankung und Impfung sehr lange. Kreuzreaktionen mit anderen Flaviviren! AG-Nachweis im Serum mittels ELISA oder dir. IFT.
  • –
    Kultur: 10 ml Heparin- oder Vollblut in den ersten Krankheitstagen → Virusisolation in Zellkultur (Vero- oder Mückenzellkultur, oft kein CPE) mit anschließender Identifizierung des Isolates mittels dir. IFT oder PCR.
  • –
    PCR zum Nachweis von Gelbfiebervirus im Serum (Methode der Wahl).
• •
  FSME:

  • –
    Serologie: 1–2 ml Serum. Nachweis von IgM-AK mittels eines μ-capture-ELISA oder mindestens 4-facher Titeranstieg im indir. IFT bzw. im IgG-ELISA. Nach aktiver Immunisierung persistieren IgM-AK oft länger.
  • –
    Liquoruntersuchung: 1–2 ml Liquor → Pleozytose bis zu 5000/3 Zellen bei geringer Eiweißerhöhung, spezifische Immunglobulinsynthese im Liquor (15.5.5).
  • –
    Kultur: Virusisolation aus Blut (nur im uncharakteristischen Prodromalstadium möglich), Liquor (unzuverlässig) und postmortal aus Hirnautopsieproben. Anzucht in Verozellen, embryonierten Hühnereiern oder Babymäusen → Typisierung mittels dir. IFT, NT oder HAHT.
  • –
    PCR zum Virusnachweis im Serum oder Liquor (Speziallabor).
• • Andere Flavivirusinfektionen: Analog, nur in Speziallaboratorien.

Isolation von Flaviviren nur in Labors der Sicherheitsstufe 3!

Immunisierungsmöglichkeit

• • Gelbfieber: Die für Reisen in Endemiegebiete empfohlene, teils vorgeschriebene Schutzimpfung mit einem Lebendimpfstoff ist 10 J wirksam.
• • FSME: Risikopersonen (Waldarbeiter, Förster) sowie die Bevölkerung in Endemiegebieten sollten mit einem Totimpfstoff immunisiert werden, dessen Schutz 2–3 J anhält. In Endemiegebieten (Auskunft im Gesundheitsamt) sollten alle von Zecken gebissenen nicht immunisierten Personen (Touristen aus unbelasteten Gebieten) innerhalb von 4 d nach dem Zeckenbiss eine passive Immuntherapie erhalten.

27.12. Bunyaviren

27.12.1. Hantaviren

Einzelstrang-RNA-Viren. Klinisch am wichtigsten sind das Hantaan-Virus und das Puumala-Virus. Das Erregerreservoir bilden Mäuse und Ratten. Der Mensch infiziert sich durch Inhalation getrockneter Mäuseexkremente, die die Viren enthalten.

Klinik

• •
  Hämorrhagisches Fieber mit renalem Syndrom (HFRS): Schwere Erkrankung mit hohem Fieber, Hypotension, Nierenversagen und Blutungen. Die Mortalitätsrate liegt bei 3–15 %. Verursacht durch:

  • –
    Puumala-Virus: Europa.
  • –
    Tula-Virus: Europa.
  • –
    Hantaan-Virus: Südostasien, China, Griechenland und Frankreich.
  • –
    Dobrava-Virus: Balkan, Südrussland, Mittel- u. Osteuropa.
  • –
    Seoul-Virus: Weltweite Verbreitung.
• •In Deutschland sind Puumala- u. Dobrava-Virus am häufigsten. Eher milde Verläufe (Nephropathia epidemica).
• • Cardiopulmonales Hantavirus-Syndrom (HCPS): Interstitielle Pneumonie, in 60 % der Fälle durch Entwicklung eines Schocks und kardiale Arrhythmie, seltener durch ARDS tödlich. Verursacht durch SinNombre-Virus, Black-Creek-Canal-Virus, New-York-Virus, Bayou-Virus in den USA, Andes-Virus und weitere Viren in Zentral- und Südamerika.

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an virusbedingtem hämorrhagischem Fieber, Nachweis von Hantaviren!

Untersuchungsmaterial und mikrobiologische Diagnostik

1–2 ml Serum:

• •AK-Nachweis (IgM, 4-facher IgG-Titeranstieg) im ELISA. Starke Kreuzreaktivität unter den Hantaviren, daher sind unter Verwendung Puumala- u. Dobrava-AG fast alle Hantavirusinfektionen detektierbar. Western-Blot für IgG- und IgM-AK Nachweis.
• •PCR inkl. molekulargenetischer Typisierung zum Virusnachweis (nur in der frühen, virämischen Krankheitsphase Erfolg versprechend).

Antibiotikaempfindlichkeit

Frühe Gabe von Ribavirin kann den Krankheitsverlauf lindern, aber nicht unterbrechen.

27.12.2. Bunyaviren

Epidemiologisch bedeutsame Bunyaviruserkrankungen sind die kalifornische Enzephalitis (USA) sowie das Rift-Valley-Fieber (Ost- und Südafrika) und das hämorrhagische Krim-Kongo-Fieber (Südrussland, Balkan, Westafrika), die hauptsächlich durch Moskitos oder Zecken übertragen werden. Diagnostik: AK-Nachweis mittels ELISA, NT, KBR oder HAHT. Virusanzucht aus Blut oder Serum in Verozellen ist möglich. Für Krim-Kongo-Fieber wurde eine zuverlässige RT-PCR entwickelt.

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an hämorrhagischem Fieber, Nachweis von Erregern hämorrhagischen Fiebers!

27.12.3. Sandfliegenfiebervirus

Das Sandfliegenfiebervirus gehört zur Gattung Phlebovirus der Bunyaviridae. Drei Serotypen sind im Mittelmeerraum von humanmedizinischer Bedeutung. Serotyp Toscana, Serotyp Sicilian und Serotyp Naples. Weitere Verbreitungsgebiete sind der vordere Orient und Bangladesh.

Klinik

Übertragung durch den Stich der Sandfliege, Inkubationszeit 2–6 d. Die Krankheit beginnt mit hohem Fieber bis 41 °C, Kopfschmerzen mit Sehstörungen, Übelkeit, Erbrechen, Diarrhöen, Gelenk- und Gliederschmerzen. Typisch ist eine bilaterale Konjunktivitis (Pick-Zeichen). Nach einer Remissionsphase können neurologische Symptome (Meningitis, Enzephalitis, epileptische Anfälle, Aphasien, transiente Hirnnervenparesen, Hörsturz) auftreten (v.a. bei Serotyp Toscana), die sich aber alle wieder zurückbilden. Todesfälle wurden bisher nicht berichtet.

Untersuchungsmaterial

• • Direktnachweis: 1–2 ml Liquor.
• • Serologie: Venöses Blut ohne Zusätze (mindestens 5 ml).

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis: PCR zum Nachweis des Serotyps Toscana im Liquor.
• • Kultur: Virusanzucht aus Liquor auf Verozellkulturen → CPE nach 3–6 d. Aufgrund der kurzen Virämiephase ist die Virusanzucht aus Blut selten erfolgreich.
• • Serologische Antikörpernachweis: Mittels ind. IFT, ELISA, HAHT, NT sowie im Immunoblot.

Antibiotikaempfindlichkeit

Bisher steht keine spezifische antivirale Substanz zur Verfügung. Ribavirin ist partiell wirksam.

Immunisierungsmöglichkeit

Bisher nicht vorhanden.

27.13. Paramyxoviren

27.13.1. Parainfluenza-Virus

4 serologische Typen sind bekannt. Sie sind mit anderen Mitgliedern der Paramyxoviren zum Teil antigenverwandt, was zu kreuzreagierender AK-Bildung führen kann.

Klinik

Wichtigstes Virus im Säuglings- und Kindesalter. Erwachsene entwickeln nach Infektion nur leichte Katarrhe des oberen Respirationstraktes. Paramyxoviren verursachen vor allem Infekte der oberen Luftwege:

• •Typ 1 und 2: Bei Kindern zwischen dem 2. und 4. Lj. Laryngotracheobronchitiden. Der Gipfel der Erkrankungshäufigkeit ist bei zyklischem Auftreten alle 2 J im Herbst und Winter.
• •Typ 3: Bei Kindern unter 1 J endemisches Auftreten von Bronchiolitis und Pneumonie.
• •Typ 4: Milde Erkrankungen der oberen Luftwege im gesamten Kindesalter.

Untersuchungsmaterial

• • Direktnachweis und Kultur: Nasenrachen-Absaugsekret, Rachenspülwasser, Rachenabstriche.
• • Serologie: 1–2 ml Serum.

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis: AG-Nachweis im Nasopharyngealsekret mittels dir. IFT, ELISA oder RT-PCR.
• • Kultur: Virusanzucht in primären oder sekundären Affennierenzellen, Verozellen (häufig Synzytien-CPE, tritt aber nicht in jeder erfolgreichen Kultur ein). Virusnachweis durch Prüfung verschiedener Eigenschaften wie Hämadsorption, Hämagglutination, Hämolyse. Identifizierung des Isolates mittels Hämabsorptionshemmung, HAHT, dir. IFT oder ELISA.
• • Serologischer Antikörpernachweis: AK-Nachweis mittels HAHT, NT oder ELISA (mindestens 4-facher Titeranstieg). Die AK-Nachweismethoden werden durch die AG-Verwandtschaft der verschiedenen Paramyxoviren beeinträchtigt!

27.13.2. Mumps-Virus

Klinik

Übertragung: Tröpfcheninfektion. Inkubationszeit 14–21 d → „Ziegenpeter“: Typische Kinderkrankheit mit beidseitiger Parotitis und leichtem Fieber. Komplikationen bei Mumpsinfektionen nach Beginn der Pubertät: Befall des Pankreas (in sehr seltenen Fällen Entwicklung eines Diabetes mellitus), der Meningen (seröse Meningitis) oder des Hodens (Hodenatrophie und Sterilität). Seltener wird eine Meningoenzephalitis (meist gutartiger Verlauf, sehr selten Taubheit bei Infektion im Erwachsenenalter) beobachtet.

Untersuchungsmaterial

Meist klinische Diagnose → mikrobiologische Diagnostik bei atypischen Verläufen und Meningoenzephalitis.

• • Serologie: 1–2 ml Serum.
• • Direktnachweis und Kultur: Virusnachweis in Speichel, Rachenabstrich bzw. -spülwasser, Blut, Urin und Liquor.

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis: AG-Nachweis im Untersuchungsmaterial mittels dir. IFT, ELISA oder RT-PCR.
• • Kultur: Virusanzucht in Zellkultur → Synzytien-CPE. Virusnachweis durch Hämabsorption mit Meerschweinchenerythrozyten. Identifizierung mittels dir. IFT, HAHT, NT.
• • Serologischer Antikörpernachweis: AK-Nachweis in KBR, HAHT, NT, Hämolyse-in-Gel (mindestens 4-facher Titeranstieg!), ind. IFT oder IgM-Nachweis im μ-capture-Assay.

Immunisierungsmöglichkeit

Impfung mit attenuierten Lebendvakzinen → langfristiger Schutz (mind. 20 J., evtl. lebenslang). Meist zusammen mit Masern- und Röteln-Impfstoff im 15. Lebensmon. verabreicht und im 6. Lj. wiederholt.

27.13.3. Masernvirus

Klinik

Übertragung aerogen durch Tröpfcheninfektion. Inkubationszeit 9–12 d.

• •Prodromalstadium: Bild einer respiratorischen Infektion durch Virusvermehrung in den Mukosazellen des oberen Respirationstraktes.
• •Virämie → nach 14 d makulopapulöses Exanthem auf dem gesamten Körper, Konjunktivitis und mäßiges Fieber.
• •Vorübergehende Abwehrschwäche durch Virusvermehrung in T-Lymphozyten kann Sekundärinfektionen bahnen.

50 % der Pat. zeigen EEG-Veränderungen, die sich aber nur selten in Form einer Postinfektionsenzephalomyelitis (Inzidenz: 1 : 1000–2000 Masernfälle) oder einer subakuten sklerosierenden Panenzephalitis (SSPE – Latenz bis zu 10 J. nach der Infektion, Inzidenz: 1–5 Fälle pro 1 Mio. Erkrankte) manifestieren. Mögliche Komplikation, besonders bei Pat. mit zellulären Immundefekten, sind Bronchitis oder Bronchopneumonie.

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an Masern, Nachweis von Masernvirus!

Untersuchungsmaterial

• • Serologie: 1–2 ml Serum.
• • Direktnachweis: Nasen-Rachen-Sekret, Konjunktivalflüssigkeit, Urin und Blut.

Mikrobiologische Diagnostik

• •
  Direktnachweis:

  • –
    AG-Nachweis mittels dir. IFT (auch im Urinsediment).
  • –
    PCR in allen genannten Materialien (auch Differenzierung zwischen Wild- und Impfstämmen möglich).
• • Kultur: Virusanzucht in primären Kulturen aus menschlichen oder Affen-Nierenzellen, auch Verozellen sind geeignet. CPE mit multinukleärer Riesenzellbildung nach 2–14 d. Identifizierung des Isolates durch dir. IFT.
• • Serologischer Antikörpernachweis: AK-Nachweis in KBR (geringe Sensitivität), HAHT, NT oder ELISA (mindestens 4-facher Titeranstieg!). IgM-Nachweis im μ-capture-Assay (Persistenz bis zu 6 Wo.). Pat. mit SSPE zeigen abnorm erhöhte IgG-Titer!

Immunisierungsmöglichkeit

• • Aktive Immunisierung: Attenuierter Lebendimpfstoff. Vermutlich lebenslange Immunität. Impfung meist zusammen mit Röteln und Mumps im Alter von 15 Mon. und im 6. Lj.
• • Passive Immunisierung für Schwangere, Kleinkinder unter 3 J, Tuberkulosekranke, immungeschwächte Personen: Bis 6 d nach Exposition können Masern verhindert oder zumindest ein abgeschwächter Verlauf erreicht werden.

27.13.4. Respiratory Syncytial-Virus

Klinik

RSV ist die häufigste Ursache für Pneumonien und Bronchiolitiden im Säuglings alter. Erwachsene erkranken an Schnupfen, bei Immunsuppression u. in hohem Alter aber auch an schweren Infektionen des Atemtraktes. Der Erkrankungsgipfel ist jährlich im Winter zu beobachten. RSV-Infektionen hinterlassen keinen vollständigen Immunschutz. Serotypen A (höhere Pathogenität) u. B.

Untersuchungsmaterial

• • Serologie: 1–2 ml Serum.
• • Direktnachweis: Nasopharyngealaspirat, Nasen-Rachen-Sekret oder Bürstenabstriche der Nasenschleimhaut.

Mikrobiologische Diagnostik

Methode der Wahl: Virusdirektnachweis.

• • Direktnachweis: AG-Nachweis im Untersuchungsmaterial mittels dir. IFT, ELISA oder RT-PCR (hohe Sensitivität und Spezifität). Schnellnachweise mittels Immunchromatografie sind verfügbar.
• • Kultur: Virusanzucht in HeLa- oder HEp-2-Zellen (schwierig, gelingt nicht immer, bei erfolgreicher Kultur CPE mit Synzytien, keine Hämadsorption). Identifizierung des Isolates mittels dir. IFT oder ELISA.
• • Serologischer Antikörpernachweis: AK-Nachweis durch KBR, NT oder ELISA (IgG, IgA). IgM-AK werden kaum gebildet, nicht immer findet sich ein signifikanter Titeranstieg in den anderen serologischen Tests. AK gegen spezielle RSV-Proteine können mittels Westernblot detektiert werden.

Im Jahr 2001 wurde das humane Metapneumovirus (Paramyxoviridae) neu entdeckt. Es verursacht Atemwegsinfektionen, v.a. bei Kindern (ähnlich RSV). Nachweismöglichkeiten nur mittels RT-PCR.

27.14. Orthomyxoviren – Influenzavirus

Influenzaviren besitzen eine Lipidhülle, in der sich Hämagglutinin- und Neuraminidase-Glykoproteine befinden. Hämagglutinin dient zur Bindung an die Wirtszelle. Die Neuraminidaseaktivität ist nötig, damit die neu gebildeten Viren die Zelle verlassen können. AK gegen Hämagglutinin (H-AG) sind der entscheidende Faktor der Immunität gegenüber Influenzaviren. AK gegen Neuraminidase (N-AG) beeinträchtigen die Ausbreitung des Virus von Zelle zu Zelle.

Einteilung der Influenzaviren

Zuordnung zu den Typen A, B und C aufgrund der antigenen Eigenschaften des Nukleoproteins (NP).

• • Influenza-A-Viren werden nach ihrem H- und N-AG in Subtypen klassifiziert. Zurzeit kennt man 3 verschiedene humanpathogene H-(H1-H3, wobei H1 aus 3 Untergruppen besteht) und 2 humanpathogene N-(N1, N2)Antigene. Einzelne Stämme der Subtypen werden zusätzlich mit dem Ort, der Isolierungsnummer und dem Jahr der ersten Isolierung bezeichnet, z. B. A/Texas/1/77/H3N2. Die Isolierungsnummer wird zum Teil weggelassen.
• •Bei Influenza B und C werden keine Subtypen gebildet, weil sich bei ihnen keine so ausgeprägten Antigenvariationen finden. Von manchen Autoren werden sie in Gruppen, die sich nach dem Zeitpunkt der ersten Isolierung gliedern, eingeteilt. Beispiel: B/HongKong/68.

Aviäre Influenza („Vogelgrippe“)

Seit 1997 humane Infektionen durch aviäre Influenzaviren („Vogelgrippe“) mit den Subtypen H5N1, H7N3 u. H7N7.

Falldefinition (alle 3 Kriterien müssen erfüllt sein):

• 1.Fieber > 38 °C.
• 2.Akuter Krankheitsbeginn.
• 3.Husten bzw. Dyspnoe. oder
• 4.Pat. muss an akuter respiratorischer Infektion verstorben sein.

Zusätzlich muss eine epidemiologische Exposition (mind. 1 der folgenden Kriterien) in den letzten 7 d vor Krankheitsbeginn gegeben sein:

• 1.Kontakt mit Tieren, ihren Ausscheidungen oder aus ihnen hergestellten Produkten in betroffenen Gebieten.
• 2.Direkter Kontakt zu einem an aviärer Influenza erkrankten Pat.
• 3.Laborexposition gegenüber aviären Influenzaviren.

Vorgehen bei Verdacht auf aviäre Influenza beim Menschen Abb. 27.3 .

Abb. 27.3.

FlussdiagrammVorgehen bei Verdacht auf aviäre Influenza beim Menschen (Influenzavirus A/H5N1). Mit freundlicher Genehmigung des Robert-Koch-Instituts Berlin

Epidemiologie

• • Influenza-Episoden: Jährlich in unterschiedlichem Ausmaß und Schwere in den Wintermonaten.
• •
  Größere Epidemien mit schwereren Krankheitsverläufen durch Punktmutationen im Gen für Hämagglutinin bzw. für Neuraminidase (Antigendrift):

  • –
    Influenza-A-Virus in 2- bis 3-jährigen Intervallen.
  • –
    Influenza-B-Virus alle 3–6 J. Eine Influenza-A-Epidemie beginnt plötzlich, erreicht ihren Höhepunkt nach 2–3 Wo., dauert 2–3 Mon. und verschwindet dann plötzlich. Die Erkrankungswahrscheinlichkeit der betroffenen Population beträgt zwischen 10 und 50 %.
• • Pandemien: In 10- bis 20-jährigen Abständen mit hoher Letalität. Durch homologe Rekombination von korrespondierenden RNA-Segmenten bei Koinfektion mit humanen und tierischen Influenzaviren im Schwein. Es entsteht ein neues Virus, gegen das noch keine AK in einer Population gebildet wurden (Antigenshift).

Klinik

Nach aerogener Infektion plötzlich schweres Krankheitsgefühl, Fieber, Kopf- und Gliederschmerzen, Tracheitis/Bronchitis/Pneumonie. Komplikationen: Myokarditis, Meningitis, Enzephalitis, bakterielle Superinfektionen.

Namentlich bei Direktnachweis von Influenzaviren! Namentlich bei V.a. Erkrankung u. Tod aviäre Influenza.

Untersuchungsmaterial

• • Serologie: 1–2 ml Serum.
• • Direktnachweis: Nasopharyngealaspirat, Rachenabstrich, Rachenspülwasser.

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis: AG-Nachweis im Untersuchungsmaterial mittels dir. IFT oder ELISA, PCR, neu entwickelten Schnelltests zur Therapieindikation mit Neuraminidasehemmern (Neuraminidasenachweis, Sensitivität geringer als AG-Nachweis).
• • Kultur: Virusanzucht in MDCK-Zellen (permanente Hundenierenzellen) oder im bebrüteten Hühnerei. Virusdetektion durch Hämadsorption. Identifizierung des Isolates mittels Hämabsorptionshemmung, dir. IFT oder ELISA.
• • Serologischer Antikörpernachweis: AK-Nachweis mittels KBR, indir. IFT, ELISA, HAHT (IgM- oder IgA-Nachweis bzw. 4-facher Titeranstieg in gepaarten Seren oder Einzeltiter > 64 in der KBR sprechen für eine akute Infektion). Serologischer AK-Nachweis insgesamt problematisch, da häufig Reinfektionen bzw. verzögerter AK-Anstieg.
• •
  Aviäre Influenza : Labordiagnostische Sicherung durch:

  • –
    Virusisolierung u. Typisierung (PCR, serologisch).
  • –
    H5-PCR.
  • –
    Antikörpernachweis (NT, Plaque-NT).
  • !
    Ergebnis im NRZ bestätigen lassen! Pandemieplan und Informationen zum infektionshygienischen Management unter www.rki.de.<

Immunisierungsmöglichkeit

Totimpfstoff mit antigenen Bestandteilen der in der Vorsaison zirkulierenden Influenza-A- und -B-Viren.

Antibiotikaempfindlichkeit

• •Amantadinhydrochlorid: Prophylaktisch und therapeutisch (nur gegen Influenza A wirksam, schnelle Resistenzentwicklung).
• •Zanamivir, Oseltamivir: Inhibitoren der Virus-Neuraminidase, prophylaktisch und therapeutisch gegen Influenza A und B.
• •Bei bakteriellen Superinfektionen: Antibiotika nach Antibiogramm.

27.15. Rhabdoviren

Bekanntester humanpathogener Vertreter ist das Tollwutvirus (Rabiesvirus).

Klinik

Infektion meist durch Biss eines infizierten Säugetieres (Fuchs, Hund, Katze, Marder, Dachs, Reh, Haus- und Nutztiere, Fledermäuse). Bei verletzter Haut oder Schleimhaut auch nur durch infektiösen Speichel.

• •Primäre Virusvermehrung in Muskelzellen → Brennen und Jucken der Bisswunde, uncharakteristische Allgemeinsymptome, leichtes Fieber.
• •Eindringen entlang der peripheren Nerven in Hirn und Rückenmark. Dort nochmalige Vermehrung. Anschließend Befall von Pankreas und Speicheldrüsen → Viren werden massiv mit dem Speichel ausgeschieden.
• •Nach 20–90 d Zerstörung von ZNS-Strukturen → Krämpfe der Schluckmuskulatur (Hydrophobie), motorische Unruhe und psychische Veränderungen (Aggression, Depression). Präfinal Lähmungen der gesamten Muskulatur.
• !Tollwuterkrankungen sind immer tödlich!

Pflegepersonal von an Tollwut erkrankten Pat. muss wegen der starken Virusausscheidung mit dem Speichel Mund-/Nasen- und Augenschutz sowie Handschuhe tragen. Die Pat. müssen isoliert und alle Ausscheidungen desinfiziert werden. Laborarbeiten dürfen nur in Sicherheitslabors unter strengsten Schutzvorkehrungen von geimpftem Personal durchgeführt werden.

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an Tollwut, Nachweis von Rabiesvirus! Jede Verletzung durch tollwütiges oder tollwutverdächtiges Tier und selbst die Berührung solcher Tiere oder Tierkadaver muss gemeldet werden!

Untersuchungsmaterial

• • Virusnachweis beim Beißtier: Wenn möglich Beißtier 7–10 d lang auf Anzeichen von Tollwut beobachten. Bei Tötung Virusnachweis im Hirngewebe, In-vivo-Virusnachweis in Korneaabdruck, Speichel und nuchalen Hautbiopsien des Tieres.
• • Virusnachweis beim Pat.: Speichel, Liquor, Trachealsekret, Korneaabdruck (Objektträger), nuchale Hautbiopsien.
• • Serologie: 1–2 ml Serum. Nachweis spezifischer AK meist erst mit Beginn der Krankheitssymptome → für die Diagnose nach Tierbissen ungeeignet. AK-Nachweis deshalb nur für Effektivitätsüberprüfung einer präexpositionellen Impfung nützlich.

Immer Rücksprache mit der örtlichen Tollwutschutzstelle!

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis: AG-Nachweis im Abdruckpräparat oder in Gewebeschnitten durch dir. IFT. RT-PCR aus Hirngewebe, Hautbiopsien, Kornealabdruck oder Speichel. Cave: Die alleinige Untersuchung auf Negri-Einschlusskörperchen ist nicht ausreichend sensitiv.
• • Kultur: Virusanzucht in Mausneuroblastomzellen, Hühnerembryo- oder Hamsternierenzellen → tägliche Kontrolle mittels dir. IFT.
• • Serologischer Antikörpernachweis: Nachweis spezifischer AK mittels Rapid Fluorescent Focus Inhibition Test (RFFIT) od. EIA (geringere Sensitivität als RFFIT).

Immunisierungsmöglichkeit

• • Präexpositionell (Prophylaxe): Aktive Impfung für Risikopersonen (Förster, Tierärzte, Jäger, Reisende in Risikogebiete). 4 Impfungen an den d 0, 7, 21 od. 28 (oder nach Angaben des Herstellers) erzielen einen vollständigen Impfschutz. Wiederholung bei weiter bestehendem Expositionsrisiko jährlich.
• •
  Postexpositionell: Innerhalb von 4 d nach dem Biss ist eine parallele passiv-aktive Immunisierung möglich.

  • –
    Passive Immunisierung: 20 IE/kg KG in und um die Wunde spritzen.
  • –
    Aktive Immunisierung (siehe oben, präexpositionelle Impfung). Auch wenn der Biss länger als 4 d her ist, wird noch versucht, den Krankheitsverlauf durch passiv-aktive Immunisierung zu beeinflussen, leider im Infektionsfall meist nicht erfolgreich.

Tab. 27.8.

Richtlinienzur postexpositionellen Tollwutprophylaxe [Quelle: Aktuelle Impfempfehlungen der STIKO]

Grad der Exposition	Art der Exposition		Immunprophylaxe
	Tollwutverdächtiges oder tollwütiges Wild- oder Haustier	Tollwut-Impfstoffköder
I	Berühren/Füttern von Tieren, Belecken der intakten Haut	Berühren des Impfstoffköders bei intakter Haut	Keine Impfung
II	Knabbern an unbedeckter Haut, oberflächliche, nicht blutende Kratzer durch ein Tier, Belecken nicht intakter Haut	Kontakt mit der Impfflüssigkeit eines beschädigten Impfstoffköders mit nicht intakter Haut	Impfung
III	Jegliche Bissverletzung oder Kratzwunden, Kontamination von Schleimhäuten mit Speichel (z. B. durch Lecken, Spritzer)	Kontamination von Schleimhäuten und frischen Hautverletzungen mit der Impfflüssigkeit eines beschädigten Impfstoffköders	Impfung und simultan mit der 1. Impfung passive Immunisierung mit Tollwutimmunglobulin (20 IE/kg KG)

27.16. Filoviren

Zur Familie der Filoviren gehören das Marburg- und das Ebola-Virus. Sie sind morphologisch identisch, zeigen jedoch keine Antigenverwandtschaft. Das Genom besteht aus RNA. Das Marburg-Virus wurde 1967 bei Erkrankungen von Laborpersonal in Marburg, Frankfurt und Belgrad, die Organe von Affen aus Uganda experimentell verarbeitet hatten, identifiziert. Das Ebola-Virus, nach einem Fluss in der Demokratischen Republik Kongo (ehemals Zaire) benannt, löst regelmäßig Epidemien in Nordzaire, Gabun, Kongo, Uganda und Sudan aus. Das Marburg-Virus wird nachgewiesen in Uganda, Kongo, Nordangola. Ebola-Viren aus den Philippinen scheinen weniger virulent zu sein als afrikanische Stämme.

Klinik

Identische Klinik für beide Viren: Hämorrhagisches Fieber.

Inkubationszeit 3–9 d. Beginn mit Fieber um 40 °C, Kopf- und Halsschmerzen, Konjunktivitis, Myalgien. Später Durchfall und Erbrechen. Danach makulopapulöses Exanthem und Blutungen aus Magen-Darm-Trakt, Nase, Konjunktiven und Vagina. Bei Blutungen → meist DIC, Schock, teilweise Enzephalitis. Tod nach 7–10 d. Letalität beim Marburg-Virus 20–30 %, beim Ebola-Virus 50–90 %.

• !Pat. strikt isolieren und die Ausscheidungen entsprechend entsorgen. Das betreuende Personal muss Schutzkleidung tragen.

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an virusbedingtem hämorrhagischen Fieber, Nachweis von Ebola-Virus, Nachweis von Marburg-Virus!

Untersuchungsmaterial

• • Direktnachweis und Kultur: Rachen- und Rektalabstriche, Konjunktivalabstriche, Urin, Heparin- oder Zitratblut, Gewebebiopsien.
• • Serologie: 1–2 ml Serum.

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis: AG-Direktnachweis mittels dir. IFT, Antigen-capture-ELISA oder PCR. Dir. IFT im Vergleich zu ELISA und PCR nicht sensitiv.
• • Kultur: Virusanzucht in Verozellen oder primären Affennierenzellen → Virusdetektion mittels dir. IFT.

Die mikrobiologische Diagnostik bei V.a. Marburg- oder Ebola-Virusinfektion darf nur in Hochsicherheitslaboratorien für Erreger der Risikogruppe 4 durchgeführt werden!

• • Serologischer Antikörpernachweis: Mittels ELISA und IFT. Ein Immunoblot-Verfahren steht zur Verfügung.

27.17. Arenaviren

Arenaviren sind RNA-Einzelstrangviren mit Hülle. Humanpathogene Bedeutung haben das LCM-Virus (lymphozytäre Choriomeningitis) und das Lassa-Virus (Lassa-Fieber). Andere sind Erreger von südamerikanischen hämorrhagischen Fiebern: Juninvirus (argentinisches hämorrhagisches Fieber), Guanaritovirus (venezuelanisches hämorrhagisches Fieber), Sabia-Virus (brasilianisches hämorrhagisches Fieber) und Machupovirus (bolivianisches hämorrhagisches Fieber).

Klinik

• • Lymphozytäre Choriomeningitis: Vorkommen weltweit. Infektionsweg: Inhalation eingetrockneter Exkremente infizierter Mäuse und Hamster oder direkter Kontakt mit den Tieren. Inkubationszeit 5–10 d. Grippeähnliche Symptomatik mit Fieber (38–40 °C), Kopf- und Gliederschmerzen, Schüttelfrost. Selten zusätzlich Fotophobie, Nausea, Dysästhesien. Manchmal biphasischer Verlauf mit aseptischer Meningitis oder Enzephalitis. 1–3 Wo. nach Beginn können Arthralgien, einseitige Orchitis, Parotitis und Alopezie auftreten. Die Erkrankung heilt meist folgenlos ab, nur im Fall einer Enzephalitis in etwa 30 % neurologische Residuen.
• •
  Lassa-Fieber: Vorkommen: Westafrika. Infektionsweg: Inhalation oder Schmierinfektion des Urins infizierter Mäuse bzw. direkter Kontakt mit den Tieren. In wenigen Fällen scheinen auch Tröpfchen- oder Schmierinfektion von Mensch zu Mensch möglich zu sein. Inkubationszeit 1–24 d.

  • –
    Beginn mit Fieber, Schüttelfrost, Kopfschmerzen, allgemeinem Krankheitsgefühl und Myalgien. Später Gesichtsrötung und Pharyngitis, z.T. mit Exsudationen und Pseudomembranbildung. In 50 % der Fälle Mundschleimhautulzerationen und generalisierte, nicht schmerzhafte Lymphknotenschwellungen, Gesichtsödem.
  • –
    In der 2. Wo. schweres, unstillbares Erbrechen und Abdominalschmerzen (Nephritis, Hepatitis). Pat., die überleben, entfiebern. Bei den anderen kommt es zu Bewusstseinseintrübung, Krampfanfällen, capillary-leak-syndrome und Schock. Die Letalität beträgt etwa 20 %.
  • !
    Beim Lassa-Fieber auf strikte Isolierung achten. Kontaktpersonen überwachen.

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an virusbedingtem hämorrhagischem Fieber, Nachweis von Lassa-Virus, Nachweis von Erregern hämorrhagischen Fiebers!

Untersuchungsmaterial

• • Kultur: 10 ml Heparinblut/-plasma (Zitrat- oder Oxalatblut toxisch für die Viren!), Rachenabstriche, Liquor, Urin.
• • Serologie: 1–2 ml Serum.
• • Andere Laborparameter: Die Höhe der GOT im Serum zu Beginn der Symptome korreliert mit der Schwere der Erkrankung im weiteren Verlauf!

Arenaviren gehören zu den Krankheitserregern der Risikogruppe 4 und dürfen nur in Hochsicherheitslaboratorien untersucht werden. Ausnahme: LCM-Virus gehört zur Risikoklasse 3 → Sicherheitslabor!

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis: RT-PCR aus allen Materialien.
• • Kultur: Virusanzucht in geeigneten Zellkulturen oder Anreicherung im Mäuseversuch (intrazerebrale Injektion homogenisierten Untersuchungsmaterials in junge Mäuse).
• • Serologischer Antikörpernachweis: IgM- und IgG-Nachweis mittels ELISA sowie Dotblot-Verfahren mit rekombinanten Nukleopeptidantigen.

Antibiotikaempfindlichkeit

Lassa-Fieber: Ribavirin.

27.18. Retroviren

Bisher bekannte humanpathogene Retroviren sind die Erreger von AIDS (Human Immunodeficiency Virus 1 und 2) sowie die Leukämieviren HTLV (Human T-cell Leukemia Virus 1 und 2). HTLV 1 kommt vor allem in Japan und Afrika vor, wird parenteral übertragen und verursacht T-Zell-Leukämien und -Lymphome sowie Demyelinisierungen motorischer Neurone im Rückenmark, die in spastischer Parese münden. HTLV 2 ist in Süd-, weniger in Nordamerika und Teilen Afrikas verbreitet. Ob es als Auslöser der Haarzell-Leukämie angesehen werden kann, ist noch fraglich. Es mehren sich jedoch Hinweise auf eine Assoziation zu spastischen Paresen, jedoch mit einem geringeren Risiko als bei HTLV-1-Infektionen.

Human Immunodeficiency Virus

Die beiden Serotypen HIV 1 und HIV 2 unterscheiden sich v.a. in ihrer Verbreitung. HIV 1 kommt weltweit vor und ist bei uns für die Mehrzahl der Infektionen verantwortlich. HIV 2 findet man hauptsächlich in Westafrika, jedoch in Westeuropa und Nordamerika mit zunehmender Häufigkeit.

Klinik

Infektion durch Blut und Blutprodukte, unsterile intravenöse Kanülen (Drogenabhängige) sowie durch ungeschützten Geschlechtsverkehr. Target der Viren sind das CD4-Molekül und die Chemokinrezeptoren 4 und 5 von Helferlymphozyten und Makrophagen:

• •Zeitpunkt der Infektion: Asymptomatisch oder unspezifische „grippale“ Beschwerden (akutes retrovirales Syndrom).
• •Nach 6 Mon. bis zu 10 J Lymphadenopathiestadium: Abfall der CD4-Lymphozyten, generalisierte Lymphknotenschwellungen. Fieberschübe, Nachtschweiß, Durchfälle, Gewichtsabnahme, Haarausfall und Soor.
• •Übergang in das Vollbild AIDS: Opportunistische Infektionen und/oder Kaposi-Sarkom.

Nicht namentliche Meldung des Nachweises von HIV!

Untersuchungsmaterial und mikrobiologische Diagnostik

• •
  Serologischer Antikörpernachweis: Die AK-Produktion beginnt 4–6 Wo. nach der Infektion.

  • –
    Suchtest: ELISA. Ein positives Testergebnis sollte reproduzierbar sein.
  • –
    Bestätigungstest bei positiven Ergebnissen im Western-Blot. Die gleichzeitige Erkennung von mindestens zwei der folgenden Banden durch die patienteneigenen AK wird als spezifisch angesehen: gp 160, p120 = Hüllenglykoprotein, gp 41 = Transmembrankomponente, p55, p24, p17 = inneres Core-Protein, p66, p51 = reverse Transkriptase, p32 = Endonuklease.
  • !
    Unbedingt Einverständnis des Pat. einholen.
• •
  Direktnachweis:

  • –
    PCR und andere Nukleinsäure-Amplifikationsverfahren.
  • –
    AG-Direktnachweis (p24) im Serum oder Liquor mittels ELISA. Positive Ergebnisse werden durch einen NT bestätigt (Aufhebung des positiven Testergebnisses durch Zugabe spezifischen Antiserums). Zunehmend durch PCR abgelöst.
  • –
    Bestimmung der Viruslast für die Therapieüberwachung: Anzahl der Virus-RNA-Kopien pro Milliliter Plasma mittels PCR.
• • Kultur: Stimulierte Lymphozytenkokulturen (aufwändig, schwierig, insbes. bei Frühstadien der Infektion nicht immer erfolgreich – experimentelle Fragestellung). Nachweis des Isolates im Kulturüberstand durch Antigen-ELISA. In der Routinediagnostik heute besser durch PCR ersetzt.
• • Resistenztestung: Bei Anstieg der Viruslast und/oder Sinken der CD4-T-Zellzahl unter Therapie. Genotypisch nach PCR mittels Hybridisierung oder Sequenzierung (Mutationsnachweis) oder phänotypisch nach Virusisolation oder im rekombinanten Virusassay (Inkubation mit Virustatika in verschiedenen Konzentrationen).

Ergänzende Laborparameter

Überwachung der CD4-Lymphozytenzahl (Normwert: 950 ± 300/μl) und Infektionskontrolle hinsichtlich opportunistischer Erreger.

Antibiotikaempfindlichkeit

Durchführung einer HAART (highly active antiretroviral therapy) unter Einbeziehung von Nukleosidanaloga, nicht-nukleosidischen reversen Transkriptase-Inhibitoren, Nukleotid reverse Transkriptase-Inhibitoren u. Proteaseinhibitoren. Die Therapie gehört in die Hand von Spezialisten (HIV-Schwerpunktpraxen). Ziel ist eine Virus-Last von 20–50 Kopien/ml.

Empfehlungen der Deutschen AIDS-Gesellschaft: Antiretrovirale Therapie bei symptomatischer HIV-Infektion, bei asymptomatischer HIV-Infektion ab 50 000–100 000 Viruskopien/ml Plasma und/oder CD4-Zellzahl < 200–350/μl.

In der Entwicklung sind Integraseinhibitoren u. Maturationsinhibitoren sowie Entry-Inhibitoren (Hemmung von Virusattachment, Korezeptoren wie CCR5 od. CXCR4 und Fusion).

Postexpositionelle Prophylaxe nach HIV-Exposition

Berufliche Exposition, ungeschützter Geschlechtsverkehr mit einer HIV-infizierten Person, Gebrauch von HIV-kontaminiertem Injektionsbesteck:

• •Stichwunde ausbluten lassen.
• •Desinfizieren mit alkoholischem Desinfektionsmittel.
• •3-fach Kombinationstherapie für 4 Wo. (2 Nukleosidanaloga u. 1 Proteaseinhibitor).
• •HIV-AK-Testung nach 3 u. 6 Mon.

Risiko der HIV-Übertragung durch Transfusion

1 : 5 Mio. (bezogen auf zelluläre Blutpräparate).

27.19. Picornaviren

Außerordentlich kleine RNA-Viren. Die Bezeichnung „Picorna“ setzt sich zusammen aus den beiden Worten Pico (= sehr klein) und RNA. Drei Gruppen:

• •Enteroviren: Poliomyelitisviren, Coxsackie-Viren, ECHO-Viren, Enteroviren.
• •Rhinoviren.
• •Hepatitis-A-Virus (27.5.1).

27.19.1. Poliomyelitisviren

Von den menschlichen Poliomyelitisviren sind 3 verschiedene Serotypen bekannt:

• •Typ 1 = Stamm Brunhilde (höchste Pathogenität, 85 % der Epidemien).
• •Typ 2 = Stamm Lansing (sporadische Fälle).
• •Typ 3 = Stamm Leon (lokale Epidemien in 3 %).

Sie hinterlassen nach überstandener Infektion keine Kreuzimmunität.

Klinik

Übertragungsweg fäkal-oral von Mensch zu Mensch oder durch Tröpfcheninfektion (seltener). Inkubationszeit 1–2, max. 4 Wo. Das Virus vermehrt sich in der Rachen- und Darmschleimhaut, später auch in Darmlymphknoten und Peyer-Plaques. Nach einer virämischen Phase infiziert es die motorischen Vorderhornzellen des Rückenmarks und vermehrt sich dort. Dies kann zur Zerstörung dieser Zellen führen. Sehr unterschiedliche Verläufe.

• •90–95 %: Völlig inapparent.
• •4–8 % minor illness: Katarrhalische Erkrankung.
• •0,5–1 % meningitische Verlaufsform: Lymphozytäre Meningitis ohne Lähmungen.
• •
  0,1 % paralytische Verlaufsformen.

  • –
    Spinale Form: Schlaffe Lähmungen vorwiegend der Extremitäten-, Stamm- und Interkostalmuskulatur sowie des Zwerchfells (periphere Atemlähmung!).
  • –
    Bulbopontine Form: Hirnnervenlähmungen, evtl. Lähmung des Atem- und Kreislaufzentrums, schwere Meningoenzephalomyelitis mit schwerer ZNS-Schädigung.
  • –
    Kombination beider Formen.
• !Erkrankungen durch Polio-Wildviren gegenwärtig nur noch in Afrika und Südostasien (Indien!).

Namentlich bei V.a. Erkrankung und Tod an Poliomyelitis (als Verdacht gilt jede akute schlaffe Lähmung, außer traumatisch bedingt), Nachweis von Poliovirus.

Untersuchungsmaterial

• •
  Direktnachweis und Kultur:

  • –
    In der 1. Wo. Rachenabstriche und -spülwasser.
  • –
    Später aus Stuhl und Rektalabstrichen.
  • !
    Der Virusnachweis aus Blut und Liquor gelingt selten, PCR zuverlässiger.
• • Serologie: 1–2 ml Serum.

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis: AG-Direktnachweis mittels PCR oder dir. IFT (Speziallabor).
• • Kultur: Virusanzucht in permanenten Fibroblastenzelllinien (MRC-5), HeLa- oder HEp-2-Zellen, aber auch in primären humanen embryonalen Haut- und Lungenfibroblasten oder in Verozellen → 2–21 d bis zur Ausbildung eines charakteristischen CPEs. Identifizierung des Isolates mittels NT oder PCR.
• • Serologischer Antikörpernachweis: Mittels NT, KBR oder ELISA (gepaarte Seren, 4-facher Titeranstieg oder Einzeltiter > 64 oder Nachweis von spezifischen IgM).
• • Identifikation als Impf- oder Wildvirus (Speziallabor) mittels intratypischer Serodifferenzierung oder PCR + Hybridisierung oder Sequenzierung.

Immunisierungsmöglichkeit

Bis 1997 Schluckimpfung mit attenuiertem Lebendimpfstoff. Nebenwirkungen: Selten Entwicklung vakzineassoziierter paralytischer Poliomyelitiden (12 Fälle seit 1991, nur 2 Fälle von Polioinfektionen durch den Wildstamm, die importiert waren). Seit 1998 deshalb Impfung mit Totimpfstoff → identische Wirksamkeit, keine vakzineassoziierte paralytische Poliomyelitis, keine Ausscheidung mit dem Stuhl und damit keine Gefährdung immunsupprimierter Menschen in der Umgebung der Impflinge, auch Personen mit Immunschwäche können geimpft werden.

27.19.2. Enteroviren

Vorkommen weltweit. Epidemiologie und Pathogenese ähnlich wie beim Poliovirus, jedoch viel höhere Affinität zu den Meningen.

Die Enteroviren teilt man in die Gruppen A, B, C und D ein. Gruppe A besteht aus 12, Gruppe B aus 36, Gruppe C aus 11 und Gruppe D aus 2 Serotypen.

• •
  Humanes Enterovirus A:

  • –
    Coxsackievirus A2, A3, A5, A7, A8, A10, A12, A14, A16.
  • –
    Enterovirus 71.
• •
  Humanes Enterovirus B:

  • –
    Coxsackievirus A9, B1–B6.
  • –
    Echovirus 1–7, 9, 11–21, 24–27 u. 29–33.
  • –
    Enterovirus 69.
• • Humanes Enterovirus C: Coxsackievirus A1, A11, A13, A15, A17–22, A24.
• • Humanes Enterovirus D: Enterovirus 68 u. 70.
• • Serotypen ohne Speziesbezug: Coxsackievirus A4 u. A6.

Klinik

Infektionsweg fäkal-oral sowie Tröpfcheninfektion. Inkubationszeit 1–2 Wo.

• •Etwa 60 % der Infektionen verlaufen inapparent.
• •Fieberhafte Infekte: Rachenentzündungen, Schnupfen, Pharyngitis, Konjunktivitis, Sommergrippe, Herpangina.
• •Pleurodynie (Bornholm-Krankheit), Meningitiden, Enzephalitis, Myokarditis und vesikuläre Exantheme (Hand-Fuß-Mund-Erkrankung).

Erkrankung und Tod an virusbedingter Meningoenzephalitis.

Untersuchungsmaterial

• • Direktnachweis und Kultur: In Frühphase Rachenabstriche und -spülwasser, später Stuhl und Rektalabstriche, Liquor, Urin.
• • Serologie: 1–2 ml Serum.

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis: AG-Direktnachweis mittels PCR. Universelle u. speziesspezif. PCR für klin. Fragestellungen, Stamm- bzw. Serotypen-PCR für epidemiolog. Fragestellungen.
• • Kultur: Virusanzucht in permanenten Fibroblastenzelllinien (MRC-5), HeLa- oder HEp-2-Zellen, aber auch in primären humanen embryonalen Haut- und Lungenfibroblasten oder in Verozellen → 2–21 d bis zur Ausbildung eines charakteristischen CPEs. Identifizierung des Isolates mittels NT, PCR, dir. IFT oder HAHT (nur bei Isolaten möglich, die Hämagglutinationseigenschaft besitzen). In der Zellkultur nicht anzüchtbare Coxsackievirus-Typen (A1, A19, A22) lassen sich in jungen Mäusen isolieren (Speziallabor).
• • Serologischer Antikörpernachweis: NT und KBR (gepaarte Seren, 4-facher Titeranstieg oder Einzeltiter > 64). Ein ELISA mit Gruppenspezifität für IgG- und IgM-AK existiert. Die serologischen Methoden verlieren gegenüber der PCR an Bedeutung.

Antibiotikaempfindlichkeit

In Phase-3-Studien effektiv: Pleconaril (Canyon-Blocker, hemmt Rezeptorbindung des Virus und Freisetzung der viralen Nukleinsäure).

27.19.3. Rhinoviren

Rhinoviren sind die häufigsten Erreger des Schnupfens. Von ihnen sind mehr als 110 Serotypen bekannt und die humanen Typen sind in der Bevölkerung weltweit verbreitet.

Klinik

Infektionsweg: Tröpfcheninfektion. Inkubationszeit um 24 h. Die Viren vermehren sich im Epithel des oberen Respirationstrakts → Rhinorrhö, Stockschnupfen, Heiserkeit, z.T. Husten. Eine Rhinovirusinfektion kann Wegbereiter einer bakteriellen Besiedlung sein (Sinusitis, Otitis media) oder die Exazerbation einer chronischen Bronchitis bzw. eines Asthma bronchiale verursachen. Unkomplizierte Verläufe klingen meist in < 1 Wo. ab.

Untersuchungsmaterial und mikrobiologische Diagnostik

Aufgrund der Banalität der Erkrankung meist keine Diagnostik. AG-Direktnachweis mittels dir. IFT an Ausstrichen von Nasopharyngealsekret, EIA und PCR-Methode existiert. Das Virus kann aus Nasensekret auf humanen embryonalen Fibroblasten angezüchtet werden. Serologische Nachweismethoden sind epidemiologischen Untersuchungen vorbehalten.

Antibiotikaempfindlichkeit

Lösliches ICAM-1 intranasal → Hemmung der Virusbindung an die Wirtszellen. Präparat: Tremacamra. In Phase-3-Studien effektiv: Pleconaril. In der Entwicklung: Inhibitoren der Rhinovirus-Protease 3C.

27.20. Coronaviren

Klinik

Man unterscheidet humanpathogene Coronaviren, die ausschließlich respiratorische Erkrankungen verursachen (zweithäufigste Ursache des Schnupfens nach den Rhinoviren) von solchen, die Enteritis verursachen.

Untersuchungsmaterial und mikrobiologische Diagnostik

Keine Routinediagnostik, nur bei epidemiologischer Fragestellung.

• • Direktnachweis: AG-Direktnachweis mittels Elektronenmikroskopie, RIVA-RNA-Hybridisierung, RT-PCR oder dir. IFT (Speziallabor) aus Rachenabstrichen und -spülwasser, Stuhl- und Rektalabstrichen.
• • Serologischer Antikörpernachweis: KBR, indir. IFT, passive Hämagglutination und IgG-ELISA (gepaarte Seren, 4-facher Titeranstieg oder Einzeltiter > 64). Durchseuchung > 90 % ab 5. Lj.

Schweres akutes respiratorisches Syndrom (SARS)

Klinik

Anfang 2003 neu aufgetretenes, durch Coronaviren ausgelöstes Krankheitsbild mit hohem Fieber (> 38 °C), Husten, Atemnot und Kurzatmigkeit, später Entwicklung von Pneumonie und ARDS. Übertragung vermutlich durch Tröpfcheninfektion, Inkubationszeit etwas 2–7 d.

Hauptsächlich betroffene Länder: Kanada (Toronto), China, Singapur, Vietnam.

Falldefinition

(WHO/Robert-Koch-Institut. Stand Jan. 2004, gilt nur bei Ausbrüchen).

• •
  Klinischer SARS-Fall:

  • –
    Fieber ≥ 38 °C und
  • –
    mind. 1 Symptom einer Atemwegserkrankung (Husten, Atembeschwerden, Kurzatmigkeit) und
  • –
    Radiolog. Zeichen von Lungeninfiltraten vereinbar mit Pneumonie od. Atemnotsyndrom oder Autopsiebefund vereinbar mit Pneumonie od. Atemnotsyndrom.
• •
  Klinisch-laborbestätigter SARS-Fall:

  • –
    Mind. eines der 3 o.g. Kriterien eines klin. SARS-Falles erfüllt und
  • –
    Vorliegen eines SARS-Coronavirus-Nachweises.
• •
  SARS-Coronavirus-Nachweis:

  • –
    PCR positiv für SARS-CoV aus 2 verschiedenen klin. Materialien oder zu unterschiedlichen Entnahmezeitpunkten oder mind. 2 Nukleinsäureextraktionen aus demselben Material.
  • –
    Serokonversion im ELISA oder IFT bzw. 4-facher Titeranstieg.
  • –
    Virusisolierung mit PCR-Bestätigung od. Sequenzierung.

Diagnose

• • Ausschluss anderer Ursachen der Pneumonie: Neben Thoraxröntgen und Blutgasanalyse Ausschluss anderer Pneumonieerreger mittels Blutkulturen, Sputum-Direktpräparaten, bakteriologischer Sputumkultur, Virusnachweis (vor allem Influenza A und B, RSV), Legionella-AG-Nachweis (Urin).
• • Direkter oder indirekter Nachweis der SARS-Coronavirusinfektion (Referenzlaboratorien): PCR, Virusanzucht in Zellkultur, Elektronenmikroskopie, direkte Immunfluoreszenz, AK-Nachweis mittels ELISA und IFT.

Untersuchungsmaterial

• • Virusnachweis: Nasopharyngealaspirate oder -abstriche, Sputum, Trachealsekret, BAL, Pleuraflüssigkeit, Urin, Stuhl, Konjunktivalabstriche, EDTA-Blut, Gewebeproben (Biopsie, Autopsie).
• • Serologie: 1–2 ml Serum.

Alle Materialien sollten bis zur endgültigen Festlegung der Diagnose sowie für epidemiologische Untersuchungen (RKI) aufgehoben werden. Von jedem Pat., der die SARS-Falldefinition (s.o.) erfüllt, sollten Serumproben im Akutstadium und im Rekonvaleszenzstadium (mehr als 21 d nach Beginn der Symptome) abgenommen werden (Nachweis eines Titeranstieges).

Mikrobiologische Diagnostik

Virusdirektnachweis mittels PCR: Primer für den PCR-Nachweis von SARS-assoziierten Coronaviren sind publiziert (http://www.who.int/csr/sars/primers/en/), PCR-Kits bereits kommerziell erhältlich. Es wird aber trotzdem empfohlen, die Proben parallel an ein WHO-Netzwerklaboratorium (http://www.who.int/csr/sars/project/en/) zu versenden.

Ansprechpartner für SARS-Fälle und Diagnostik:

• •Prof. Dr. H. Schmitz Bernhard-Nocht-Institut für Tropenmedizin Abt. Virologie Bernhard-Nocht-Straße 74 20359 Hamburg T: 0 40/4 28 18-4 60 F: 0 40/4 28 18-3 78
• •Prof. Dr. H.-D. Klenk Philipps-Universität Marburg Institut für Virologie Robert-Koch-Straße 17 35037 Marburg T: 0 64 21/2 86 62-53 od. -54 F: 0 64 21/28 89 62
• •Frau Dr. B. Schweiger, Prof. Dr. G. Pauli Robert-Koch-Institut Nordufer 20 13353 Berlin T: 0 30/1 87 54-24 56 od. -22 05 od. -23 10 F: 0 30/1 87 54-26 05 E: schweigerb@rki.de
• •Prof. Dr. H. W. Doerr Universität Frankfurt am Main Institut für Medizinische Virologie Paul-Ehrlich-Straße 40 60596 Frankfurt am Main T: 0 69/63 01-52 19 F: 0 69/63 01-64 77

Die bisher etablierte PCR zeigt eine hohe Spezifität, aber noch mangelnde Sensitivität. Das heißt, dass eine positive PCR die Diagnose SARS sehr wahrscheinlich macht, eine negative PCR die Diagnose SARS aber keineswegs ausschließt. Die PCR sollte aus zwei unabhängig voneinander abgenommenen Proben durchgeführt werden und reproduzierbar sein.

Zellkultur: Anzucht lebender Viren auf Zellkulturen und Virusnachweis mittels direkter Immunfluoreszenz oder PCR. Ein negatives Ergebnis schließt die Diagnose SARS nicht aus, da der Test nur intakte, vermehrungsfähige Viren nachweisen kann.

Serologischer Antikörpernachweis: ELISA-Test zum Nachweis von AK gegen SARS-Coronaviren, bisher nicht kommerziell verfügbar, wird ca. 21 d nach Beginn der Symptome positiv.

IFT zum Nachweis von IgM- und IgG-AK gegen SARS-Coronaviren, wird ca. 10 d nach Beginn der Symptome positiv.

Antibiotikaempfindlichkeit

Bisher keine wirksamen Antibiotika bekannt, Therapie rein symptomatisch.

Quarantäne

http://www.who.int/csr/sars/infectioncontrol/en/

Strikte Isolierung in Infektionspflegeeinheiten mit Unterdruck und eigener Belüftungsanlage, kein Kontakt zu anderen Pat., Schutz für medizinisches Personal (Atemschutzmasken, Augenschutz, Handschuhe, Kittel, Kopfhauben, dekontaminierbares Schuhwerk).

27.21. Noroviren

Noroviren gehören zur Fam. der Caliciviren. Sie sind für einen Großteil der nicht bakteriell verursachten Gastroenteritiden von Kindern u. Erw. verantwortlich. Genogruppen: I (7 Genotypen) u. II (8 Genotypen). Seit 2002 in Deutschland erhebl. Zunahme der Norovirusausbrüche (Gipfel Okt.–März). Besonders betroffen: Krankenhäuser, Alten- u. Pflegeheime u.a. Gemeinschaftseinrichtungen. Besonders gefährdet: Kinder < 5 J u. alte Menschen. Übertragung erfolgt durch fäkal-orale Schmierinfektion od. durch orale Aufnahme von virushaltigen Aerosolen während des Erbrechens. Auch kontamin. Wasser od. kontamin. Lebensmittel haben Bedeutung. Die minimale Infektionsdosis beträgt 10–100 Viruspartikel, die Inkubationszeit 6–50 h. Das Virus wird 7–14 d, z.T. aber auch noch Wo. nach der Infektion ausgeschieden.

Klinik

Akut beginnende Gastroenteritiden mit schwallartigem Erbrechen u. starker Diarrhö, in seltenen Fällen auch nur Erbrechen od. nur Diarrhö. Schnelle Entwicklung eines Flüssigkeitsdefizits (Cave kleine Kinder u. sehr alte Menschen!). Ausgeprägtes Krankheitsgefühl mit Bauch- u. Kopfschmerzen, Myalgien u. Erschöpfungsgefühl. Mäßiges Fieber. Sistieren der Symptomatik nach 12–48 h.

Verdacht u. Erkrankung akute infektiöse Gastroenteritis bei Pers., die im Lebensmittelbereich tätig sind od. bei Erkrankungshäufung im epidemischen Zusammenhang, Nachweis von Novoviren.

Untersuchungsmaterial

Direktnachweis: Ca. 1 ml möglichst flüssiger Stuhl, alternativ Rektalabstriche (geringere Sensitivität).

Mikrobiologische Diagnostik

• • Direktnachweis: RT-PCR zum Virusnachweis, Antigen-ELISA (geringere Sensitivität u. Spezifität). In Referenzlaboratorien auch Elektronenmikroskopie od. Immunelektronenmikroskopie. Bei größeren Ausbrüchen genügt Virusnachweis bei max. 5 Betroffenen im gleichen Umfeld.
• • Kultur und serologischer Antikörpernachweis sind für die Routinediagnostik nicht etabliert.

Hygienemaßnahmen

Betroffene Pat. isolieren (Kohortenisolierung ist möglich). Handschuhe, Schutzkittel, Atemschutz, Hände- und Flächendesinfektion mit viroziden Desinfektionsmitteln. Sperre für den Kindergartenbesuch sowie für im Lebensmittelbereich tätige Pers. bis 2 d nach Abklingen der klin. Symptome. In den folgenden 4–6 Wo. intensive Händehygiene. Details im Epidemiologischen Bulletin Nr. 46 vom 16.11.2007 (www.rki.de).

27.22. Prionerkrankungen

Prionerkrankungen sind übertragbare neurodegenerative Krankheiten, die zu einer spongiformen Enzephalopathie führen. Bekannteste Vertreter dieser Erkrankungen sind:

• •Beim Schaf: Scrapie.
• •Beim Rind: BSE.
• •
  Beim Menschen:

  • –
    Kuru-Krankheit.
  • –
    Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (CJK), sowohl sporadische als auch hereditäre Formen.
  • –
    Neue Variante der Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (vCJK).

Pathogenese

„Infektionen“ durch Eiweißmoleküle, Prionen (PrP^Sc für Scrapie-Prion-Protein = Amyloid). In der Folge denaturiert und aggregiert ein körpereigenes Protein der Nervenzellmembran (PrP^c für normales zelluläre Prionprotein = Präamyloid) im Hirn und ändert seine Konformation: Das lösliche Präamyloid mit 43 % α-Helix und nur 3 % β-Faltblattstruktur denaturiert zu unlöslichem Amyloid mit 43 % β-Faltblattstruktur und kann seinerseits nun weitere Konformationsänderungen hervorrufen. Das Vorhandensein des PrP^c im Hirn ist für die Infektiosität essenziell: Knock-out-Mäuse, denen das Präamyloidgen entfernt wurde, werden im Gegensatz zu den Präamyloidgen-besitzenden Mäusen des gleichen Stammes nach Infektion mit PrP^Sc nicht krank. Die Struktur des PrP^c bestimmt auch die Speziesbarriere für den Erreger: Je ähnlicher sich das Präamyloid des Wirtes und das Amyloid des Erregers sind, desto niedriger ist die Speziesbarriere. Für die Erstinfektion einer neuen Spezies werden höhere Erregermengen als für den alten Wirt benötigt. In der neuen Spezies erfolgt dann die Anpassung des Erregers, in deren Folge sich für die neue Spezies die Inkubationszeit verkürzt, die erforderliche Infektionsdosis verringert und auch das vom alten Wirt bekannte Krankheitsbild verändert. Die Aufdeckung dieses Mechanismus hat Befürchtungen geweckt, dass z. B. BSE durch Rindfleischkonsum auch auf den Menschen übertragbar sein könnte (neue Variante der CJK).

Klinik

Klinische Verdachtszeichen sind eine schnell fortschreitende Demenz und typische EEG-Veränderungen (periodic sharp wave complexes), Myoklonien, zerebelläre und visuelle Störungen, pyramidale und extrapyramidale Dysfunktionen und akinetischer Mutismus.

Namentlich bei humaner spongiformer Enzephalopathie (außer familiär-hereditäre Formen)!

Diagnostik

Die Diagnose von Prionerkrankungen ist schwierig. Neben einer verdächtigen Klinik, der Durchführung eines EEGs und einer gezielten Familienanamnese kann der Nachweis von Neuron-spezifischer Enolase (NSE > 35 ng/ml, 4.2.10), des Tau-Proteins (> 1400 pg/ml) sowie des Chaperon-ähnlichen 14-3-3-Proteins (Westernblot) aus dem Liquorpunktat weiterhelfen. Eine persistierende Erhöhung des Kalzium bindenden S-100-Proteins (> 4,2 ng/ml) im Serum bedeutet ebenfalls einen Anhaltspunkt für CJD. Alle diese Proteine sind aber auch bei anderen ZNS-Erkrankungen erhöht und daher nicht spezifisch.

Beim Schaf (Scrapie) kann das PrP^Sc in vivo in Tonsillengewebe nachgewiesen werden, bei Menschen sind ebenfalls immunhistochemische Nachweismethoden etabliert. Nur bei hereditären CJD-Fällen lassen sich Mutationen des PrP-Genes in der DNA peripherer Lymphozyten nachweisen.

Die postmortale histologische Untersuchung des Hirngewebes ergibt charakteristische schwammartige Veränderungen durch die Bildung von Mikrovesikeln, Vermehrung von Gliazellen und Astrozyten sowie apoptotische Degeneration von Nervenzellen. Nachweis von PrP^sc im Hirngewebe (Immunoblot, Immunhistochemie).

Therapie

Zurzeit keine Behandlungsmöglichkeit. Theoretische Ansatzpunkte sind eine Hemmung der Präamyloidsynthese durch Antisense-Oligonukleotide oder der medikamentöse Schutz der mit dem Amyloid reagierenden Aminosäuren des Präamyloids.

27.22.1. Kuru

Bisher nur bei Eingeborenen in Neuguinea, die sich durch Kannibalismus (ritueller Verzehr des Gehirns Verstorbener) infizierten. Inkubationszeit 1–20 J → subakute spongiöse Enzephalopathie mit Ataxie, Lähmung, Tremor und Demenz. Nach 3–12 Mon. tritt zumeist der Tod ein. Nachdem dieser Totenkult nicht oder kaum noch durchgeführt wird, haben sich die Kuru-Fälle in Neuguinea drastisch reduziert.

27.22.2. Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (CJK) und neue Variante (vCJK)

Diese auch als Pseudosklerose bezeichnete ZNS-Erkrankung betrifft vorwiegend Erw. höheren, bei vCJK auch des jüngeren Lebensalters. Die meisten Pat. zeigen bereits nach 6 Mon. eine schwere Demenz u. sterben nach < 1 J, meist an interkurrenten Infektionen. Inzidenz in Europa ca. 0,5–1 Fall pro 1 Mio. Einwohner. Seit 1996 in England auch CJK-Fälle bei Pat. jüngeren Alters (durchschnittl. 28 J). mit protrahierterem Verlauf (2 J statt 6 Mon.), zu Beginn eher psychischen Veränderungen, ohne typischen EEG-Befund u. später als bei der klass. CJK eintretender Demenz (neue CJK-Variante). Das Muster des Amyloids im Westernblot bei der neuen CJK-Variante unterscheidet sich von dem bei klass. CJK, gleicht aber dem des BSE-Erregers → Zusammenhang mit BSE wurde postuliert.

Man unterscheidet diese sporadische von familiären Formen der CJK, die 5–15 % aller Fälle ausmachen und autosomal-dominant vererbt werden. Typisch für die familiären Formen sind Mutationen oder Insertionen im Amyloidgen. Auch die erblichen Formen sind übertragbar.

Der Übertragungsmodus ist nicht genau bekannt. Gesichert sind Infektionen über infizierte Hirnelektroden sowie durch gepooltes menschliches Wachstumshormon, das aus den Hypophysen von an Creutzfeldt-Jakob-Krankheit Verstorbenen gewonnen war. Die Erreger sind gegen UV-Strahlen, Formalin, Hitze und Röntgenstrahlen sehr resistent.