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. 2021 Dec;35(12):1642–1649. [Article in Chinese] doi: 10.7507/1002-1892.202105106

外泌体在骨质疏松症治疗中的研究进展

Research progress of exosomes in treatment of osteoporosis

Keyou DUAN 1,2, Jianzhong GUAN 1,2,*
PMCID: PMC8669184  PMID: 34913324

Abstract

Objective

To review the research progress of exosomes (EXOs) derived from different cells in the treatment of osteoporosis (OP).

Methods

Recent relevant literature about EXOs for OP therapy was extensively reviewed. And the related mechanism and clinical application prospect of EXOs derived from different cells in OP therapy were summarized and analyzed.

Results

EXOs derived from various cells, including bone marrow mesenchymal stem cells, osteoblasts, osteoclasts, osteocytes, and endothelial cells, et al, can participate in many links in the process of bone remodeling, and their mechanisms involve the regulation of proliferation and differentiation of bone-related cells, the promotion of vascular regeneration and immune regulation, and the suppression of inflammatory reactions. A variety of bioactive substances contained in EXOs are the basis of regulating the process of bone remodeling, and the combination of genetic engineering technology and EXOs-based drug delivery can further improve the therapeutic effect of OP.

Conclusion

EXOs derived from different cells have great therapeutic effects on OP, and have the advantages of low immunogenicity, high stability, strong targeting ability, and easy storage. EXOs has broad clinical application prospects and is expected to become a new strategy for OP treatment.

Keywords: Exosome, osteoporosis, bone remodeling, bone marrow mesenchymal stem cells, osteoblasts, osteoclasts, osteocytes, endothelial cells


骨质疏松症(osteoporosis,OP)是临床常见慢性疾病,以骨量减少、骨脆性增加及骨微结构破坏为主要特征[1]。目前,OP 治疗存在治疗效果欠佳、副作用明显、无法改善成骨细胞增殖分化、难以逆转 OP 进程等问题[2]。有学者基于组织工程技术探索了干细胞移植治疗 OP 的可行性,结果显示干细胞移植虽能显著增加 OP 小鼠成骨能力,但仍存在免疫排斥反应、细胞恶变风险增加、干细胞归巢障碍等诸多难题[3]。因此,目前需要寻找一种在靶向促进骨组织再生同时,又能最大限度减少长期药物暴露所带来潜在危害的治疗方法。

外泌体(exosomes,EXOs)是一种由细胞分泌到胞外的纳米级囊泡微粒,具有与来源细胞相似的生物学活性,在细胞间通讯过程中扮演着重要角色[4]。研究发现多种细胞来源的 EXOs 参与了骨代谢过程中骨相关细胞增殖分化的调控,并具有稳定性高、无免疫原性及靶向能力强等优势,弥补了传统药物及干细胞疗法的不足[5-7]。随着一些基于 EXOs 的临床试验在胰腺癌、肾移植等非成骨领域的开展,研究人员发现工程化改造后的成纤维样 MSCs 来源的 EXOs 可直接靶向鼠肉瘤病毒致癌基因,抑制肿瘤细胞生长,并显著提高胰腺癌小鼠生存率;滤泡辅助性 T 细胞来源的 EXOs 可以促进 B 细胞增殖分化,并在肾移植后抗体介导性排斥反应的发生中起重要作用[8-10]。基于此,研究人员开始关注 EXOs 能否成为治疗 OP 的新型生物制剂。现对不同细胞来源 EXOs 在 OP 治疗中的研究进展进行综述,以期为后续研究提供参考。

1. EXOs 生物学特性

1.1. EXOs 结构及组成

EXOs 是一种与亲代细胞具有相同拓扑结构的单膜囊泡,直径为 40~100 nm,密度为 1.13~1.19 g/mL,呈球形或杯形[11]。EXOs 广泛分布于血液、尿液、唾液、乳汁等多种体液中,包含蛋白质、脂质、miRNA、mRNA、细胞因子等多种生物活性物质[4,12-13]。生理状态下,EXOs 可通过协助生物分子的细胞间转运改变受体细胞的生物学效应,并在细胞通讯中发挥重要作用,同时其独特的脂质双分子层结构可避免内部生物分子被胞外酶降解。

尽管 EXOs 中不包含细胞核、线粒体、内质网和高尔基体来源的蛋白质,但仍发现超过 4 400 种蛋白质,其中包括众多跨膜蛋白(CD9、CD82、CD81、CD63 等)、膜转运及融合蛋白,以及其他外围相关膜蛋白和囊腔内的可溶性蛋白[14-15]。不同细胞来源的 EXOs 亦可携带特异性蛋白质,如抗原提呈细胞来源的 EXOs 富含 MHCⅡ类蛋白和共刺激蛋白、T 细胞来源的 EXOs 携带 CD3 分子,这类蛋白质在机体不同生理病理条件下的表达存在差异,具备作为生物学标志物的潜力,对疾病的早期诊断及干预有重要意义[16]

EXOs 中还有 miRNA、mRNA 和 lncRNA 等多种形式的核酸,可通过传递遗传信息影响受体细胞的生物学功能,如 mRNA 可在受体细胞内翻译相应蛋白质;miRNA 可降解或抑制 mRNA 的表达,进而影响蛋白质的组成;lncRNA 则通过 RNA-RNA 或 RNA-DNA 间相互作用,调节 RNA 和蛋白质在受体细胞内的表达,参与骨重建过程[17-18]

此外,EXOs 还含有磷脂酰胆碱、神经酰胺、胆固醇和鞘磷脂等多种脂质化合物,与众多生物分子共同参与细胞间信号传递,并在免疫调节和抑制炎症反应方面发挥重要作用[13]

1.2. EXOs 的形成及其在骨重建中的作用

目前普遍认为 EXOs 是来源于胞内体途径的纳米级细胞外囊泡,是多泡体与质膜融合的结果。EXOs 的形成过程包括:① 液体及细胞外成分通过质膜内陷和内吞作用进入细胞,由此产生含有细胞表面蛋白和胞外可溶性蛋白的杯形或球形结构,促使早期核内体及晚期核内体的形成。② 晚期核内体再次内陷产生包含管腔内囊泡的细胞内多泡体,细胞质中多种成分在这一阶段进入囊泡。③ 成熟后的多泡体一部分与自噬体融合,被溶酶体降解;另一部分通过细胞骨架和微管网络转运系统与质膜结合后释放出 EXOs[12, 19]

骨重建是持续终身的连续性过程。人体正常骨重建进程中,成骨细胞介导的骨形成与破骨细胞介导的骨吸收始终处于动态平衡状态,以维持骨代谢中的矿物质稳态[20]。但在绝经、衰老、制动等因素影响下,这种平衡状态被打破,骨吸收大于骨形成,引起骨量减少、OP 等疾病[21-22]。骨重建进程的调控极其复杂,除需要 MSCs、成骨细胞、破骨细胞等细胞参与外,还需一系列细胞因子及分子的参与,其中 EXOs 在骨重建进程的调控中发挥重要作用。EXOs 通过胞吐作用被细胞释放到胞外后,可经旁分泌及内分泌途径与骨微环境中的靶细胞结合,激活胞内相关信号通路,进而逆转 OP 中骨重建进程的动态失衡[23]。EXOs 与靶细胞结合的方式包括:① EXOs 表面配体与靶细胞表面受体特异性结合,产生信号复合体并激活细胞内信号通路;② EXOs 通过质膜融合或直接胞吞作用,将其携带的生物活性物质递送至靶细胞内,激活胞内相关信号通路,从而改变受体细胞的生物学功能[24]。见图1

图 1.

图 1

The formation of EXOs and its role in bone remodeling

EXOs 的形成及其在骨重建中的作用

2. 不同细胞来源 EXOs 与OP

2.1. BMSCs

随着年龄增长,人体内 BMSCs 成骨定向分化能力下降的同时,常伴随着脂肪细胞分化倾向增强,这种转换失衡可导致成骨能力下降及骨髓脂肪组织的蓄积,被认为是 OP 发生发展的重要原因[25]。研究显示 BMSCs 来源 EXOs(BMSCs-EXOs)可以靶向内源性 MSCs,在促进成骨分化和血管化的同时抑制成脂分化,进而逆转成骨-成脂间的转换失衡,恢复 OP 小鼠丢失的骨量[6]。Zuo 等[4]在 BMSCs-EXOs 治疗辐射诱导的 OP 研究中也发现了相似作用,此外 EXOs 处理后的 BMSCs 表现出了 DNA 损伤修复加速、增殖抑制减弱、氧化应激降低及细胞衰老相关蛋白表达降低等特点。Zuo 等指出 Wnt/β-catenin 途径是抑制 BMSCs 成脂基因表达、恢复成骨细胞增殖分化的重要信号机制。除 Wnt 通路外,有研究将 BMSCs-EXOs 与成骨细胞共培养后发现,丝裂原活化蛋白激酶(mitogen-activated protein kinase,MAPK)信号通路相关蛋白表达增加,且细胞周期 S 期比例显著升高,表明 BMSCs-EXOs 可通过激活 MAPK 信号通路促进成骨细胞增殖,进而改善 OP症状[26]

既往研究表明,BMSCs-EXOs 中 miRNA 的表达在骨代谢调节过程中存在差异,如 miR-218、let-7a、miR-135b、miR-148a、miR-299-5p、miR-219、miR-135b、miR-302b、miR-299-5p 在成骨细胞增殖分化过程中表达显著上调,而 miR-155、miR-320c、miR-885-5p、miR-181a、miR-221 表达显著下调,揭示了 miRNA 可能是 OP 治疗的潜在靶点[27]。随着研究的深入,近期发现 miR-935、miR-188、miR-27a-3p、miR-144、miR-187-5p、miR-214-3p、miR-1297等 miRNA,在靶向调解成骨细胞增殖分化及成骨相关转录因子表达方面同样发挥重要作用。其中 miR-144 可通过 Wnt 信号通路下调分泌型卷曲相关蛋白 1 表达,进而促进 BMSCs 增殖及诱导成骨细胞分化[28];miR-27a-3p 和 miR-935 分别通过靶向下调转录激活因子 3(activating transcription factor 3,ATF3)、信号转导与转录激活因子 1 表达促进骨形成,从而改善 OP 症状[29-30];miR-1297 则可靶向阻断 Wnt 信号通路,从而降低成骨相关转录因子 Runx2、Osterix 的表达,抑制成骨细胞分化,加速 OP 的进展[31]。另有研究阐明了 lncRNA 在 OP 中的作用,结果显示肺腺癌转移相关转录产物 1(metastasis-associated lung adenocarcinoma transcript 1,MALAT1)可使 miR-34c 海绵化,并促进富含 AT 序列特异性结合蛋白 2(special AT-rich sequence-binding protein 2,SATB2)的表达;同时,MALAT1、miR-34c 的成骨作用可分别被 miR-34c 和 SATB2 逆转,表明 MALAT1 是通过调节 miR-34c/SATB2 轴增强 OP 小鼠的成骨细胞活性[32]

综上述,BMSCs-EXOs 参与调控骨相关细胞增殖分化、促进血管再生及免疫调节、抑制炎症反应等过程,已成为骨再生医学和免疫学中最主要的 EXOs 来源。以上研究均揭示了 BMSCs-EXOs 介导骨细胞微环境中各细胞间的交流模式及骨重建机制,其中以 miRNA 研究最为广泛,而关于 lncRNA、siRNA 等在骨重建进程中扮演何种角色仍需进一步探索。

2.2. 破骨细胞

破骨细胞来源 EXOs(EXOs derived from osteoclasts,OC-EXOs)调控成骨细胞-破骨细胞间通讯及骨重建过程的作用机制仍不明确。Huynh 等[33]研究发现,破骨细胞前体来源的 EXOs 具有促进破骨细胞成熟分化的作用;而富含 NK-κB 受体活化因子(receptor activator of NK-κB,RANK)的成熟 OC-EXOs 可竞争性抑制破骨细胞表面 RANK 与其配体 RANKL 的结合,进而阻断破骨细胞中 RANK 信号通路,抑制破骨细胞形成,当 EXOs 中富含的 RANK 被消耗后,EXOs 介导的抑制破骨细胞形成作用随之减弱,表明 OC-EXOs 是破骨细胞旁分泌的重要调解因子。Li 等[34]进一步阐明了 OC-EXOs 与成骨细胞间通讯的相关性,研究发现破骨细胞特异性 miR-214-3p 转基因小鼠的血清 EXOs 中 的miR-214-3p 水平升高、成骨相关基因表达下调,小鼠骨密度及骨小梁数量明显降低,提示 miR-214-3p 可能是参与成骨细胞-破骨细胞通讯的重要信使。后续研究对可能存在的分子机制进行了阐明,Zhao 等[35]发现 miR-214-3p 的促破骨细胞生成作用是通过靶向磷酸酶和张力蛋白同源物(Pten),进而激活 PI3K/Akt 信号通路实现的。而 miR-214-3p 的成骨抑制作用则依赖 EphrinA2/EphA2 介导的成骨细胞-破骨细胞相互作用;研究还指出,miR-214-3p 和 EphrinA2 水平在 OP 患者及 OP 小鼠模型血清中均显著升高,可作为 OP 诊断及治疗的潜在靶点[36]

以上研究揭示了成骨细胞-破骨细胞间通讯的一种新机制,然而随着越来越多的生物分子在 OC-EXOs 中被发现,成骨细胞-破骨细胞间是否存在其他信号通路及如何用于 OP 的治疗仍需进一步探索。

2.3. 成骨细胞

成骨细胞来源于具有多向分化潜力的 BMSCs,在骨基质合成、分泌和矿化过程中起关键作用。目前普遍认为成骨细胞来源 EXOs(EXOs derived from osteoblasts,OB-EXOs)在维持骨重建稳态及成骨细胞-破骨细胞通讯中发挥重要作用。Wei 等[37]发现成骨细胞在不同阶段分泌的 EXOs 对 BMSCs 成骨分化作用存在差异性,其中中晚期分泌的 EXOs 可显著促进 BMSCs 成骨分化作用,并显示出了极高的骨靶向潜力。此过程中 BMSCs 内的 miRNA 表达谱发生改变,进一步分析这些 miRNA 的靶基因及信号通路,发现 OB-EXOs 的促成骨作用可能是轴抑制蛋白 1 下调和 β-catenin 上调,进而激活 Wnt 信号通路的结果;另外,包含 miR-431-5p、miR-221-5p、miR-710、miR-140-3p 和 let-7 在内的 43 种 miRNA 在 MC3T3-E1(一种成骨细胞系)源性 EXOs 中高度表达,参与了成骨细胞分化和骨重建的多种途径,如 Wnt、胰岛素、TGF-β 和钙信号通路[38]。另有研究指出,富含 RANKL 的 OB-EXOs 可通过 RANKL-RANK 相互作用激活破骨细胞前体中 RANK 通路,促进破骨细胞形成;而应用骨保护素可抑制 RANK 与其配体结合,进一步验证了 OB-EXOs 的促破骨细胞形成作用[39]

2.4. 骨细胞

骨细胞可通过感知全身或局部刺激、分泌各种细胞因子及信号分子调控成骨细胞和破骨细胞功能,其来源的细胞外囊泡中含有大量成骨因子,可显著增强 BMSCs 定向募集及成骨作用,机械刺激可促进骨细胞细胞外囊泡的产生及释放,而阻断 Ca2+ 信号通路后,细胞外囊泡生成减少,骨组织再生能力下降,提示 Ca2+ 信号通路在细胞外囊泡的形成中发挥重要作用[40]。有研究在经肌肉生长抑制素处理的骨细胞所释放的 EXOs 中,发现 miR-218 表达显著下调,被成骨细胞内吞后,可通过 Wnt 信号通路下调 Runx2 表达,从而抑制成骨细胞分化,而破骨细胞内吞此类 EXOs 后其活性并无明显变化[41],表明 miR-218 可靶向促进成骨细胞活性,参与肌肉-骨骼间信号交流,或可作为 OP 的潜在治疗靶点。除 miR-218 外,Sato 等[42]首次指出骨细胞减少的小鼠血浆 EXOs 中有 miR-3473a、miR-6244、miR-5621-5p 和 miR-6239 等 12 个 miRNA 水平显著降低,提示血液循环可能是含有特异性 miRNA 的骨细胞源性 EXOs 发挥生物学作用的主要途径。此外,携带 miR-124-3p 的骨细胞源性 EXOs 在高糖条件下可靶向抑制成骨细胞半乳糖凝集素 3 的表达,进而减少糖尿病性牙周炎小鼠牙周骨量[43],而相关作用机制在糖尿病性 OP 的治疗中是否同样适用仍需进一步实验验证。

2.5. 巨噬细胞

Xiong 等[44]的一项关于巨噬细胞源性 EXOs 研究指出,富含 miR-5106 的 M2 型巨噬细胞源性EXOs(EXOs derived from M2 macrophagy,M2-EXOs)可通过靶向盐诱导激酶 2(salt-inducible kinase 2,SIK2)及 SIK3 基因促进 BMSCs 成骨分化,加速骨折愈合进程;与 M2-EXOs 相比,miR-5106 在 M1-EXOs 中的表达明显降低,提示 M1-EXOs 可能具有更强成骨作用。矛盾的是,Xia 等[45]将 BMSCs 分别与 M0-EXOs、M1-EXOs 及 M2-EXOs 共培养后发现,M1-EXOs 反而具有更强的促进 BMSCs 增殖、成骨和成脂分化作用,表明巨噬细胞源性 EXOs 中存在 miR-5106 以外未知的骨代谢调控因子。进一步蛋白组学分析显示,巨噬细胞源性 EXOs 中诸多内源性因子均可调控骨重建过程,如半乳糖凝集素可显著增强 BMSCs 的成骨分化能力;膜联蛋白 2 则可通过 MAPK 途径刺激 RANKL 表达,从而加快破骨细胞介导的骨吸收进程[46-47]。巨噬细胞源性 EXOs 表现出了巨大的骨再生潜力,但目前相关研究报道较少,具体作用机制尚不清楚,明确此类 EXOs 中关键信号机制及调控因素,可能成为治疗 OP 的一种新型策略。

2.6. 内皮细胞

内皮细胞来源EXOs(EXOs derived from endothelial cells,EC-EXOs)及内皮祖细胞来源EXOs(EXOs derived from endothelial progenitor cells,EPC-EXOs)在调解骨重建进程、维持骨代谢平衡、改善 OP 症状中的作用已被证实。例如,EPC-EXOs 内的 miR-126 可通过下调 SPRED1 表达并激活 Raf/ERK 信号通路刺激血管及骨组织再生,缩短骨缺损修复时间[48];EC-EXOs 内的 miR-155 可靶向抑制 Spi1、Mitf、Socs1 的表达,从而抑制骨髓巨噬细胞的激活及破骨细胞分化;进一步实验证实尾静脉注射 EC-EXOs 可治疗 OP 小鼠模型,这种治疗作用可被 miR-155 抑制剂逆转,表明 EC-EXOs 可通过上调 miR-155 来抑制破骨细胞分化,影响 OP 进程[7];值得注意的是,与 OB-EXOs 和 BMSCs-EXOs 相比,EC-EXOs 展现出了更强的骨靶向特性,独特的骨靶向能力与其表面高表达的妊娠带蛋白有关[7]。因此,依托内皮细胞独特的骨靶向优势,凭借 EXOs 自身优良的载药特性,合成 EC-EXOs-成骨药物独特内源性复合体,直达疾病靶标,从而解决临床给药普遍存在的生物清除率高、半衰期短等问题,提高疗效的同时减少不良反应,有望为 OP 治疗提供新思路和方法。

2.7. 人诱导多能干细胞

有研究将人诱导多能干细胞来源 MSCs 分泌的EXOs(EXOs secreted by MSCs derived from human induced pluripotent stem cells,hiPSC-MSC-EXOs)与 BMSCs 进行共培养后发现,BMSCs 的ALP 活性增强,成骨相关基因和蛋白表达上调,证明 hiPSC-MSC-EXOs 对 BMSCs增殖及成骨分化具有正向调控作用[49]。另有研究将 hiPSC-MSC-EXOs 与生物相容性好及具有骨传导性的 β-磷酸三钙制备复合支架,发现该支架在通过 PI3K/Akt 信号通路促进 BMSCs 成骨分化、加速骨缺损修复的同时,还能增加血管化区域,促进新生血管形成,且这种生物学效应随 hiPSC-MSC-EXOs 浓度增加而增加[50]

2.8. 人脐带 MSCs

近期研究表明,人脐带 MSCs 来源EXOs(EXOs derived from human umbilical cord MSCs,hUMSC-EXOs)中的 C 型凝集素域家族 11A 可促进 BMSCs 成骨分化,抑制破骨细胞形成,从而减少 OP 小鼠骨吸收及骨髓脂肪累积,维持骨强度[51]。为进一步探索分子机制,Yang 等[52]对 OP 小鼠模型研究发现,hUMSC-EXOs 内的 miR-1263 可与 Mob1 的 3’ 非编码区特异性结合,在下调 Mob1 表达的同时激活 YAP(Hipo 信号通路的关键调节剂)表达,从而抑制 Hipo 信号通路介导的 BMSCs 凋亡效应,逆转 OP 进程;而敲除 miR-1263 后,BMSCs 凋亡增加,成骨作用随之减弱,表明 hUMSC-EXOs 可通过 miR-1263/Mob1/Hipo 信号通路参与 BMSCs 凋亡的调解及 OP 的病理生理过程。

2.9. 脂肪 MSCs

已有研究证实,脂肪 MSCs 来源EXOs(EXOs derived from adipose-derived MSCs,ADSCs-EXOs)可通过抑制破骨细胞中 NLRP3 炎症小体的激活,逆转破骨细胞介导的骨吸收进程,对糖尿病性 OP 小鼠具有良好的治疗作用[53]。同时,此类 EXOs 还可上调 Bcl-2/Bax 表达,减少活性氧和细胞色素 c 的产生,在抑制骨细胞凋亡同时,降低 RANKL 在基因和蛋白水平的表达,导致骨细胞介导的破骨细胞生成受阻[54]。作为新兴领域,目前研究主要涉及此类 EXOs 对破骨细胞生物学功能的调解,仍缺乏其对成骨细胞、BMSCs 等骨相关细胞作用的报道。

不同细胞来源 EXOs 在骨重建进程中的作用机制详见表1

表 1.

Mechanism of EXOs derived from different cells in bone remodeling

不同细胞来源 EXOs 在骨重建进程中的作用机制

EXOs 来源
Source of EXOs
miRNA 信号通路
Signal pathway
作用机制
Mechanism of action
参考文献
Reference
BMSCs miR-135b
miR-218a
let-7a
miR-27a-3p
Wnt
MAPK
ATF3
HMGA2
加快 DNA 损伤修复,促进血管再生及免疫调节,抑制炎症反应,促进 MSCs 成骨分化,抑制成脂分化 [4, 26-29]
破骨细胞 miR-214 ATF4
PI3K/Akt
EporinA2/EphA2
RANK
抑制成骨细胞增殖分化,破骨细胞前体来源的 EXOs 促进破骨细胞
成熟分化,成熟 OC-EXOs 抑制破骨细胞生成
[34-35]
成骨细胞 miR-503-3p
let-7a
miR-677-3p
RANK
Wnt
TGF-β
促进成骨细胞增殖分化,抑制破骨细胞生成 [37-38]
骨细胞 miR-218 Wnt 参与肌肉-骨骼间信号交流,促进成骨细胞分化 [41]
巨噬细胞 miR-5106 未知 抑制 SIK2 和 SIK3 基因表达,促进骨形成 [44]
内皮细胞 miR-126
miR-155
Raf/ERK 骨靶向能力强,促进成骨细胞增殖分化,抑制破骨细胞活性 [7, 48]
hiPSC-MSCs 未知 PI3K/Akt 上调成骨细胞相关基因的 mRNA 和蛋白表达 [50]
hUMSCs miR-1263 Mob1/Hipo 促进成骨分化,抑制成脂分化及破骨细胞生成 [52]
ADSCs 未知 Bcl-2/Bax 抑制炎症反应及破骨细胞生成 [53-54]

3. EXOs 作为 OP 治疗靶点的优势及可行性

EXOs 作为一种天然的内源性纳米载体,可通过受体介导的内吞作用参与骨重建过程中各细胞间的信息交流[12]。与一般纳米载体相比,EXOs 可将纳米颗粒大小与无细胞毒性、低免疫原性、高靶向特异性及高载药量等优势相结合,为基因、抗OP药物的转运开辟了一条新途径[55]。除自然分泌的 EXOs 外,一些基于基因工程技术将靶向肽或适配体定位到 EXOs 外膜的研究发现,工程化改造后的 EXOs 在减少药物肝脏和肺部蓄积、提高生物利用度的同时,展现出了极高的细胞靶向特异性及跨膜传递效率[56]。同时,EXOs 可作用于 OP 发病机制中的多个环节及靶点,并已在 OP 动物模型中取得良好的治疗效果,为 EXOs 的临床转化提供理论依据[4, 7, 28-29];此外,相关 EXOs 均可通过微创方式从健康捐赠者骨髓及血清中分离获取,低温环境下保存方便,性质稳定,且不表达细胞表面的主要组织相容性复合体,不易发生免疫排斥反应,体内半衰期长,安全性更高[13, 57]。值得重视的是,EXOs 作为潜在的生物标志物在OP早期诊断、临床干预和预后评估方面同样具有良好应用前景[36, 58]

4. 总结与展望

不同细胞来源 EXOs 对于 OP 的作用机制主要涉及各种信号传导通路的激活及基因表达的调控,从而调解免疫原性系统,影响骨重建进程中成骨细胞、破骨细胞及血管内皮细胞等的生物学功能,而具体哪种细胞来源的 EXOs 更适合作为 OP 治疗的新型生物制剂,仍需要综合 EXOs 产量、成骨能力等多方面因素予以分析。尽管一些基于 EXOs 的实验研究在 OP 动物模型中取得了良好效果,但目前仍缺乏临床应用的报道,其安全性及有效性仍需进一步评估。此外,EXOs 内诸多物质的功能尚不明确,且对已知信号通路背后的具体分子机制的研究仍处于初始阶段。EXOs 的临床转化仍需注重改善提取方式、明确治疗有效剂量、提高靶向性及安全性等。

作者贡献:段克友负责查阅文献、整理数据和论文撰写;官建中对文章修改提出建设性意见,负责审阅并参与观点形成。

利益冲突:所有作者声明,在文章撰写过程中不存在利益冲突。

References

  • 1.Johnston CB, Dagar M Osteoporosis in older adults. Med Clin North Am. 2020;104(5):873–884. doi: 10.1016/j.mcna.2020.06.004. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 2.Tsai JN, Lee H, David NL, et al Combination denosumab and high dose teriparatide for postmenopausal osteoporosis (DATA-HD): a randomised, controlled phase 4 trial. Lancet Diabetes Endocrinol. 2019;7(10):767–775. doi: 10.1016/S2213-8587(19)30255-4. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 3.Aghebati-Maleki L, Dolati S, Zandi R, et al Prospect of mesenchymal stem cells in therapy of osteoporosis: A review. J Cell Physiol. 2019;234(6):8570–8578. doi: 10.1002/jcp.27833. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 4.Zuo R, Liu M, Wang Y, et al. BM-MSC-derived exosomes alleviate radiation-induced bone loss by restoring the function of recipient BM-MSCs and activating Wnt/β-catenin signaling. Stem Cell Res Ther, 2019, 10(1): 30. doi: 10.1186/s13287-018-1121-9.
  • 5.Xie X, Xiong Y, Panayi AC, et al. Exosomes as a novel approach to reverse osteoporosis: a review of the literature. Front Bioeng Biotechnol, 2020, 8: 594247. doi: 10.3389/fbioe.2020.594247.
  • 6.Chen C, Wang D, Moshaverinia A, et al Mesenchymal stem cell transplantation in tight-skin mice identifies miR-151-5p as a therapeutic target for systemic sclerosis. Cell Res. 2017;27(4):559–577. doi: 10.1038/cr.2017.11. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 7.Song H, Li X, Zhao Z, et al Reversal of osteoporotic activity by endothelial cell-secreted bone targeting and biocompatible exosomes. Nano Lett. 2019;19(5):3040–3048. doi: 10.1021/acs.nanolett.9b00287. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 8.Kamerkar S, LeBleu VS, Sugimoto H, et al Exosomes facilitate therapeutic targeting of oncogenic KRAS in pancreatic cancer. Nature. 2017;546(7659):498–503. doi: 10.1038/nature22341. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 9.Mendt M, Kamerkar S, Sugimoto H, et al. Generation and testing of clinical-grade exosomes for pancreatic cancer. JCI Insight, 2018, 3(8): e99263. doi: 10.1172/jci.insight.99263.
  • 10.Yang J, Bi L, He X, et al. Follicular helper T cell derived exosomes promote B cell proliferation and differentiation in antibody-mediated rejection after renal transplantation. Biomed Res Int, 2019, 2019: 6387924. doi: 10.1155/2019/6387924.
  • 11.Cui S, Cheng Z, Qin W, et al Exosomes as a liquid biopsy for lung cancer. Lung Cancer. 2018;116:46–54. doi: 10.1016/j.lungcan.2017.12.012. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 12.Hessvik NP, Llorente A Current knowledge on exosome biogenesis and release. Cell Mol Life Sci. 2018;75(2):193–208. doi: 10.1007/s00018-017-2595-9. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 13.Pegtel DM, Gould SJ Exosomes. Annu Rev Biochem. 2019;88:487–514. doi: 10.1146/annurev-biochem-013118-111902. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 14.Pethő A, Chen Y, George A Exosomes in extracellular matrix bone biology. Curr Osteoporos Rep. 2018;16(1):58–64. doi: 10.1007/s11914-018-0419-y. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 15.Kalani A, Tyagi A, Tyagi N Exosomes: mediators of neurodegeneration, neuroprotection and therapeutics. Mol Neurobiol. 2014;49(1):590–600. doi: 10.1007/s12035-013-8544-1. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 16.Lindenbergh MFS, Wubbolts R, Borg EGF, et al. Dendritic cells release exosomes together with phagocytosed pathogen; potential implications for the role of exosomes in antigen presentation. J Extracell Vesicles, 2020, 9(1): 1798606. doi: 10.1080/20013078.2020.1798606.
  • 17.Lässer C, Eldh M, Lötvall J. Isolation and characterization of RNA-containing exosomes. J Vis Exp, 2012, (59): e3037. doi: 10.3791/3037.
  • 18.Li Y, Syed J, Sugiyama H RNA-DNA triplex formation by long noncoding RNAs. Cell Chem Biol. 2016;23(11):1325–1333. doi: 10.1016/j.chembiol.2016.09.011. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 19.Kahlert C, Kalluri R Exosomes in tumor microenvironment influence cancer progression and metastasis. J Mol Med (Berl) 2013;91(4):431–437. doi: 10.1007/s00109-013-1020-6. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 20.Yu W, Zhong L, Yao L, et al. Bone marrow adipogenic lineage precursors promote osteoclastogenesis in bone remodeling and pathologic bone loss. J Clin Invest, 2021, 131(2): e140214. doi: 10.1172/JCI140214.
  • 21.Huidrom S, Beg MA, Masood T Post-menopausal osteoporosis and probiotics. Curr Drug Targets. 2021;22(7):816–822. doi: 10.2174/1389450121666201027124947. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 22.Imerb N, Thonusin C, Chattipakorn N, et al. Aging, obese-insulin resistance, and bone remodeling. Mech Ageing Dev, 2020, 191: 111335. doi: 10.1016/j.mad.2020.111335.
  • 23.Askenase PW. Ancient evolutionary origin and properties of universally produced natural exosomes contribute to their therapeutic superiority compared to artificial nanoparticles. Int J Mol Sci, 2021, 22(3): 1429. doi: 10.3390/ijms22031429.
  • 24.Record M, Carayon K, Poirot M, et al Exosomes as new vesicular lipid transporters involved in cell-cell communication and various pathophysiologies. Biochim Biophys Acta. 2014;1841(1):108–120. doi: 10.1016/j.bbalip.2013.10.004. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 25.Deng P, Yuan Q, Cheng Y, et al Loss of KDM4B exacerbates bone-fat imbalance and mesenchymal stromal cell exhaustion in skeletal aging. Cell Stem Cell. 2021;28(6):1057–1073. doi: 10.1016/j.stem.2021.01.010. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 26.Zhao P, Xiao L, Peng J, et al Exosomes derived from bone marrow mesenchymal stem cells improve osteoporosis through promoting osteoblast proliferation via MAPK pathway. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 2018;22(12):3962–3970. doi: 10.26355/eurrev_201806_15280. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 27.Xu JF, Yang GH, Pan XH, et al. Altered microRNA expression profile in exosomes during osteogenic differentiation of human bone marrow-derived mesenchymal stem cells. PLoS One, 2014, 9(12): e114627. doi: 10.1371/journal.pone.0114627.
  • 28.Tang L, Lu W, Huang J, et al miR-144 promotes the proliferation and differentiation of bone mesenchymal stem cells by downregulating the expression of SFRP1. Mol Med Rep. 2019;20(1):270–280. doi: 10.3892/mmr.2019.10252. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 29.Fu YC, Zhao SR, Zhu BH, et al MiRNA-27a-3p promotes osteogenic differentiation of human mesenchymal stem cells through targeting ATF3. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 2019;23(3 Suppl):73–80. doi: 10.26355/eurrev_201908_18632. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 30.Zhang Y, Cao X, Li P, et al. microRNA-935-modified bone marrow mesenchymal stem cells-derived exosomes enhance osteoblast proliferation and differentiation in osteoporotic rats. Life Sci, 2021, 272: 119204. doi: 10.1016/j.lfs.2021.119204.
  • 31.Wang Q, Wang CH, Meng Y microRNA-1297 promotes the progression of osteoporosis through regulation of osteogenesis of bone marrow mesenchymal stem cells by targeting WNT5A. Eur Rev Med Pharmacol Sci. 2019;23(11):4541–4550. doi: 10.26355/eurrev_201906_18029. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 32.Yang X, Yang J, Lei P, et al LncRNA MALAT1 shuttled by bone marrow-derived mesenchymal stem cells-secreted exosomes alleviates osteoporosis through mediating microRNA-34c/SATB2 axis. Aging (Albany NY) 2019;11(20):8777–8791. doi: 10.18632/aging.102264. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 33.Huynh N, VonMoss L, Smith D, et al Characterization of regulatory extracellular vesicles from osteoclasts. J Dent Res. 2016;95(6):673–679. doi: 10.1177/0022034516633189. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 34.Li D, Liu J, Guo B, et al. Osteoclast-derived exosomal miR-214-3p inhibits osteoblastic bone formation. Nat Commun, 2016, 7: 10872. doi: 10.1038/ncomms10872.
  • 35.Zhao C, Sun W, Zhang P, et al miR-214 promotes osteoclastogenesis by targeting Pten/PI3k/Akt pathway. RNA Biol. 2015;12(3):343–353. doi: 10.1080/15476286.2015.1017205. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 36.Sun W, Zhao C, Li Y, et al. Osteoclast-derived microRNA-containing exosomes selectively inhibit osteoblast activity. Cell Discov, 2016, 2: 16015. doi: 10.1038/celldisc.2016.15.
  • 37.Wei Y, Tang C, Zhang J, et al Extracellular vesicles derived from the mid-to-late stage of osteoblast differentiation markedly enhance osteogenesis in vitro and in vivo . Biochem Biophys Res Commun. 2019;514(1):252–258. doi: 10.1016/j.bbrc.2019.04.029. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 38.Cui Y, Luan J, Li H, et al Exosomes derived from mineralizing osteoblasts promote ST2 cell osteogenic differentiation by alteration of microRNA expression. FEBS Lett. 2016;590(1):185–192. doi: 10.1002/1873-3468.12024. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 39.Deng L, Wang Y, Peng Y, et al Osteoblast-derived microvesicles: A novel mechanism for communication between osteoblasts and osteoclasts. Bone. 2015;79:37–42. doi: 10.1016/j.bone.2015.05.022. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 40.Morrell AE, Brown GN, Robinson ST, et al. Mechanically induced Ca2+ oscillations in osteocytes release extracellular vesicles and enhance bone formation. Bone Res, 2018, 6: 6. doi: 10.1038/s41413-018-0007-x.
  • 41.Qin Y, Peng Y, Zhao W, et al Myostatin inhibits osteoblastic differentiation by suppressing osteocyte-derived exosomal microRNA-218: A novel mechanism in muscle-bone communication. J Biol Chem. 2017;292(26):11021–11033. doi: 10.1074/jbc.M116.770941. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 42.Sato M, Suzuki T, Kawano M, et al Circulating osteocyte-derived exosomes contain miRNAs which are enriched in exosomes from MLO-Y4 cells. Biomed Rep. 2017;6(2):223–231. doi: 10.3892/br.2016.824. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 43.Li J, Guo Y, Chen YY, et al miR-124-3p increases in high glucose induced osteocyte-derived exosomes and regulates galectin-3 expression: A possible mechanism in bone remodeling alteration in diabetic periodontitis. FASEB J. 2020;34(11):14234–14249. doi: 10.1096/fj.202000970RR. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 44.Xiong Y, Chen L, Yan C, et al. M2 Macrophagy-derived exosomal miRNA-5106 induces bone mesenchymal stem cells towards osteoblastic fate by targeting salt-inducible kinase 2 and 3. J Nanobiotechnology, 2020, 18(1): 66. doi: 10.1186/s12951-020-00622-5.
  • 45.Xia Y, He XT, Xu XY, et al. Exosomes derived from M0, M1 and M2 macrophages exert distinct influences on the proliferation and differentiation of mesenchymal stem cells. Peer J, 2020, 8: e8970. doi: 10.7717/peerj.8970.
  • 46.Weilner S, Keider V, Winter M, et al Vesicular Galectin-3 levels decrease with donor age and contribute to the reduced osteo-inductive potential of human plasma derived extracellular vesicles. Aging (Albany NY) 2016;8(1):16–33. doi: 10.18632/aging.100865. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 47.Li F, Chung H, Reddy SV, et al Annexin Ⅱ stimulates RANKL expression through MAPK. J Bone Miner Res. 2005;20(7):1161–1167. doi: 10.1359/JBMR.050207. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 48.Jia Y, Zhu Y, Qiu S, et al. Exosomes secreted by endothelial progenitor cells accelerate bone regeneration during distraction osteogenesis by stimulating angiogenesis. Stem Cell Res Ther, 2019, 10(1): 12. doi: 10.1186/s13287-018-1115-7.
  • 49.Qi X, Zhang J, Yuan H, et al Exosomes secreted by human-induced pluripotent stem cell-derived mesenchymal stem cells repair critical-sized bone defects through enhanced angiogenesis and osteogenesis in osteoporotic rats. Int J Biol Sci. 2016;12(7):836–849. doi: 10.7150/ijbs.14809. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 50.Zhang J, Liu X, Li H, et al. Exosomes/tricalcium phosphate combination scaffolds can enhance bone regeneration by activating the PI3K/Akt signaling pathway. Stem Cell Res Ther, 2016, 7(1): 136. doi: 10.1186/s13287-016-0391-3.
  • 51.Hu Y, Zhang Y, Ni CY, et al Human umbilical cord mesenchymal stromal cells-derived extracellular vesicles exert potent bone protective effects by CLEC11A-mediated regulation of bone metabolism. Theranostics. 2020;10(5):2293–2308. doi: 10.7150/thno.39238. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 52.Yang BC, Kuang MJ, Kang JY, et al Human umbilical cord mesenchymal stem cell-derived exosomes act via the miR-1263/Mob1/Hippo signaling pathway to prevent apoptosis in disuse osteoporosis. Biochem Biophys Res Commun. 2020;524(4):883–889. doi: 10.1016/j.bbrc.2020.02.001. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 53.Zhang L, Wang Q, Su H, et al Exosomes from adipose derived mesenchymal stem cells alleviate diabetic osteoporosis in rats through suppressing NLRP3 inflammasome activation in osteoclasts. J Biosci Bioeng. 2021;131(6):671–678. doi: 10.1016/j.jbiosc.2021.02.007. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 54.Ren L, Song ZJ, Cai QW, et al Adipose mesenchymal stem cell-derived exosomes ameliorate hypoxia/serum deprivation-induced osteocyte apoptosis and osteocyte-mediated osteoclastogenesis in vitro . Biochem Biophys Res Commun. 2019;508(1):138–144. doi: 10.1016/j.bbrc.2018.11.109. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 55.Mehryab F, Rabbani S, Shahhosseini S, et al Exosomes as a next-generation drug delivery system: An update on drug loading approaches, characterization, and clinical application challenges. Acta Biomater. 2020;113:42–62. doi: 10.1016/j.actbio.2020.06.036. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 56.Luo ZW, Li FX, Liu YW, et al Aptamer-functionalized exosomes from bone marrow stromal cells target bone to promote bone regeneration. Nanoscale. 2019;11(43):20884–20892. doi: 10.1039/C9NR02791B. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 57.Ma ZJ, Yang JJ, Lu YB, et al Mesenchymal stem cell-derived exosomes: Toward cell-free therapeutic strategies in regenerative medicine. World J Stem Cells. 2020;12(8):814–840. doi: 10.4252/wjsc.v12.i8.814. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 58.Chen M, Li Y, Lv H, et al. Quantitative proteomics and reverse engineer analysis identified plasma exosome derived protein markers related to osteoporosis. J Proteomics, 2020, 228: 103940. doi: 10.1016/j.jprot.2020.103940.

Articles from Chinese Journal of Reparative and Reconstructive Surgery are provided here courtesy of Sichuan University

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