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Chinese Journal of Reparative and Reconstructive Surgery logoLink to Chinese Journal of Reparative and Reconstructive Surgery
. 2022 Jan;36(1):102–110. [Article in Chinese] doi: 10.7507/1002-1892.202107108

环指蛋白11调控Akt信号通路促进BMSCs成骨分化的机制研究

Mechanism of ring finger protein 11 regulating Akt signaling pathway to promote osteogenic differentiation of bone marrow mesenchymal stem cells

雯 邓 1, 婷 龙 2, 英 杜 3,*
PMCID: PMC8844614  PMID: 35038807

Abstract

目的

研究BMSCs成骨分化过程中环指蛋白11(ring finger protein 11,RNF11)对Akt信号通路的调节作用,为进一步阐明BMSCs成骨分化机制和用于临床治疗提供思路。

方法

从健康人体新鲜骨髓中分离培养BMSCs并传代,取第4代细胞经流式细胞术,成骨、成软骨和成脂诱导培养鉴定后用于实验。BMSCs成骨诱导分化培养0~14 d,通过茜素红染色和ALP染色检测其成骨分化程度,并用Western blot法检测RNF11蛋白表达。取第4代BMSCs,分为空白对照组(A组)、空载慢病毒(Lv-NC)组(B组)和敲低RNF11(Lv-ShRNF11)组(C组),成骨诱导分化培养0~14 d,采用Western blot检测RNF11蛋白表达,茜素红染色和ALP染色检测其成骨分化程度,14 d实时荧光定量PCR(real-time fluorescence quantitative PCR,qRT-PCR)检测BMSCs成骨标志物Runx2、骨钙素(osteocalcin,OCN)及骨桥蛋白(osteopontin,OPN)的mRNA相对表达量;采用Western blot检测Akt、Smad1/5/8及β-catenin信号通路蛋白相对表达量,以磷酸化前后比值表示。为研究RNF11对Akt信号通路的影响机制,取第4代BMSCs分为Lv-NC转染组(A1组)、Lv-ShRNF11转染组(B1组)和添加Akt信号通路激活剂SC79的Lv-ShRNF11转染组(C1组),14 d时采用Western blot检测RNF11和Akt信号通路蛋白相对表达量,茜素红染色、ALP染色及qRT-PCR检测成骨相关指标。

结果

流式细胞术及成骨、成软骨和成脂诱导培养鉴定显示分离培养细胞为BMSCs。RNF11蛋白相对表达量随成骨分化时间延长而逐渐增加(P<0.05);下调RNF11后,茜素红和ALP染色示C组相较于A、B组BMSCs成骨分化程度降低,qRT-PCR检测示Runx2、OCN、OPN mRNA相对表达量减少(P<0.05)。随成骨分化时间延长,RNF11与Akt信号通路蛋白相对表达量均上升(P<0.05)。下调RNF11后,C组相较于A、B组,其Akt信号通路蛋白相对表达量显著降低(P<0.05),而对Smad1/5/8以及β-catenin信号通路蛋白相对表达量无明显影响(P>0.05)。B1、C1组相较于A1组,其RNF11蛋白相对表达量减少(P<0.05),B1组相较于A1、C1组,其Akt信号通路蛋白相对表达量降低(P<0.05);茜素红与ALP染色示C1组BMSCs成骨分化程度稍低于A1组(P>0.05),而明显高于B1组(P<0.05);qRT-PCR检测示C1组Runx2、OCN、OPN mRNA相对表达量稍低于A1组(P>0.05),而明显高于B1组(P<0.05)。

结论

RNF11通过正向调控Akt信号通路激活水平促进BMSCs向成骨细胞分化。RNF11可作为提高BMSCs修复骨缺损疗效以及治疗骨代谢病的潜在靶点。

Keywords: BMSCs, 成骨分化, 环指蛋白11, Akt信号通路, 组织工程骨, 骨缺损修复


骨缺损是骨科常见疾病之一,其治疗手段主要有自体骨、同种异体骨或人工骨移植修复,但自体骨移植取材较复杂且增加了患者痛苦,同种异体骨移植存在免疫排斥、疾病传播等问题,人工骨移植优点较多,但也存在诸多局限[1-2]。组织工程骨技术是骨缺损治疗的主要发展方向。MSCs是一种在体内分布广泛、来源丰富的多能祖细胞,免疫原性低,具有成脂、成软骨和成骨多向分化潜能[1-3]。在附着于生物材料的情况下,MSCs可快速分化为成骨细胞,形成膜内骨[4-5],不仅极大程度解决了免疫排斥问题,还可以结合3D打印技术实现精准、可控的骨缺损修复[6-7]。Maruyama等[8-9]研究还发现,MSCs与免疫细胞共同参与骨愈合的炎症阶段,相互拮抗以调节骨愈合过程。然而,调控MSCs成骨分化的分子机制尚未完全阐明,阻碍了临床上基于MSCs的骨缺损细胞疗法进一步发展[1]。因此,有必要进一步阐明MSCs成骨分化的分子调控机制。

Akt是PI3K的下游效应分子,PI3K/Akt信号通路在细胞增殖、分化、凋亡过程中起着重要作用,尤其是软骨细胞、成骨细胞、成肌细胞和脂肪细胞[10]。PI3K/Akt信号通路的活化有助于抑制骨质疏松[11]。Peng等[12]发现当敲除Akt1和Akt2基因时,小鼠会表现出严重的生长发育障碍,包括骨骼发育迟缓、皮肤发育不全、骨骼肌萎缩和成脂障碍。环指蛋白11(ring finger protein 11,RNF11)是环指蛋白家族中的重要成员之一,由154个氨基酸构成,在生物进化过程中有高度保守性[13-15]。RNF11在生物体内发挥重要作用,包括细胞中的物质运输、信号传导以及肿瘤发生等[16],其通过E3泛素连接酶属性参与多种生理及病理过程[1417-19]。既往研究已发现RNF11在骨骼中表达丰度很高[20],但其在骨骼发育中的作用却鲜有研究。本研究通过敲低RNF11在BMSCs中的表达后,检测Akt信号通路蛋白的表达,探讨RNF11如何参与调控BMSCs成骨分化过程。

1. 材料与方法

1.1. 主要试剂与仪器

健康人体新鲜骨髓样品由志愿者捐赠。293T细胞(武汉普诺赛生命科技有限公司)。DMEM培养基(HyClone公司,美国);聚偏氟乙烯(polyvinylidene fluoride,PVDF)膜(Millipore公司,德国);Trizol(Invitrogen公司,美国);重组慢病毒载体(上海吉凯基因医学科技股份有限公司);PrimeScript Ⅱ cDNA合成试剂盒(D6210A)(Takara公司,日本);茜素红(上海中乔新舟生物科技有限公司);阿利新蓝、ALP、油红O染色试剂盒(上海碧云天生物技术有限公司)。Merinton MA1000显微分光光度计(北京美林恒通仪器有限公司);LightCycler480 PCR system(Roche公司,瑞士);Immobilon Western Chemiluminescent辣根过氧化物酶(horseradish peroxidase,HRP)底物曝光(Millipore公司,德国);Coulter流式细胞仪系统(Beckman Coulter公司,美国);石蜡切片机、石蜡包埋机(Leica公司,德国)。

1.2. BMSCs分离、培养及鉴定

1.2.1. BMSCs分离培养

取健康人体新鲜骨髓样品,分离、纯化后接种至12孔板,使用含10%FBS的DMEM培养基进行重悬和培养(培养条件为37℃、5%CO2),每3天更换1次培养液。当细胞融合度达90%左右时进行传代,取第4代细胞进行以下实验。

1.2.2. BMSCs鉴定

① 流式细胞术:取获得的第4代细胞与抗CD14、CD45、HLA-DR、CD29、CD44、CD105抗体于4℃下孵育30 min,然后离心洗涤细胞,通过流式细胞仪系统进行分析。② BMSCs分化潜能检测:取获得的第4代细胞,行成骨、成软骨及成脂诱导分化14 d后,分别行茜素红染色、阿利新蓝染色和油红O染色观察。

1.3. RNF11在BMSCs成骨分化过程中的表达

1.3.1. BMSCs成骨分化规律

于BMSCs成骨诱导分化0、3、7、10、14 d,分别行茜素红染色[以562 nm处吸光度(A)值作为阳性染色钙结节数量]和ALP染色(检测ALP活性)定量检测,观察BMSCs的成骨分化规律。

1.3.2. Western blot检测RNF11在BMSCs成骨分化过程中的表达

于BMSCs成骨诱导分化第0、3、7、10、14天,使用RIPA裂解BMSCs,提取细胞裂解液,于4℃以离心半径20 cm、12 000 r/min离心30 min,然后加入Loading buffer混匀煮沸。用等量蛋白质上样至10%SDS-PAGE中,电泳分离,再转印至PVDF膜,加入5%脱脂奶粉封闭1 h;加入GAPDH、RNF11一抗(1∶1 000)孵育过夜,TBST洗涤3次;用HRP偶联的二抗(1∶3 000)室温孵育1 h,TBST洗涤3次;最后用Immobilon Western Chemiluminescent HRP底物曝光检测RNF11蛋白相对表达量。

1.4. 下调RNF11对BMSCs体外成骨分化能力的影响

1.4.1. 实验分组

取第4代BMSCs,分为空白对照组(A组)、空载慢病毒(Lv-NC)组(B组)和敲低RNF11(Lv-ShRNF11)组(C组)。A组不作任何处理,B、C组细胞分别转染慢病毒Lv-NC和Lv-ShRNF11。慢病毒转染方法:选一段最佳敲除序列构建慢病毒载体,然后通过转染将质粒包装至293T细胞中;转染72 h后以离心半径20 cm、12 000 r/min离心30 min,将含有慢病毒的上清液转移至另一管中并浓缩;将浓缩液与聚丙烯添加至BMSCs中孵育24 h,然后将培养基更换为成骨诱导分化培养基。

1.4.2. 观测指标

① 各组成骨诱导分化3、7、10、14 d,同上法采用Western blot检测RNF11蛋白表达,茜素红染色定量检测阳性钙结节数量,ALP染色检测ALP活性。② 实时荧光定量PCR(real-time fluorescence quantitative PCR,qRT-PCR)检测:各组成骨诱导分化14 d去除培养基,加入1 mL Trizol裂解细胞,室温孵育5 min,Trizol提取细胞RNA,用Merinton MA1000显微分光光度计在260 nm和280 nm处测量A值,用PrimeScript Ⅱ cDNA合成试剂盒(D6210A)生成cDNA模板,然后用LightCycler480 PCR system进行qRT-PCR检测,以GAPDH为内参,采用2−ΔΔCt法计算BMSCs成骨标志物Runx2、骨钙素(osteocalcin,OCN)及骨桥蛋白(osteopontin,OPN)的mRNA相对表达量。引物序列见表1

表 1.

Primer sequences of qRT-PCR genes

qRT-PCR各基因引物序列

基因
Gene
引物序列(5'→3')
Primer sequence (5'→3')
上游
Forward
下游
Reverse
GAPDH GGAGCGAGATCCCTCCAAAAT CTCCTTAATGTCACGCACGAT
Runx2 TCAACGATCTGAGATTTGTGGG GGGGAGGATTTGTGAAGACGG
OCN CACTCCTCGCCCTATTGGC CCCTCCTGCTTGGACACAAAG
OPN GAAGTTTCGCAGACCTGACAT GTATGCACCATTCAACTCCTCG

1.5. RNF11对Akt信号通路的影响

1.5.1. RNF11与Akt信号通路蛋白相对表达量在BMSCs成骨分化过程中的表达

取第4代BMSCs行成骨诱导分化培养,培养0、7、14 d时,同上法采用Western blot检测RNF11及Akt信号通路蛋白相对表达量,后者以磷酸化Akt(phosphorylated Akt,p-Akt)/Akt比值表示。

1.5.2. 下调RNF11对Akt信号通路的影响

同1.4.1方法分组,于各组成骨诱导分化培养14 d,采用Western blot检测β-catenin、Akt及Smad1/5/8信号通路蛋白相对表达量,分别以p-β-catenin/β-catenin、p-Akt/Akt、p-Smad1/Smad1比值表示。

1.6. RNF11对Akt信号通路的影响机制

1.6.1. 实验分组

取第4代BMSCs,分为Lv-NC转染组(A1组)、Lv-ShRNF11转染组(B1组)和添加Akt信号通路激活剂SC79(3 μg/mL)的Lv-ShRNF11转染组(C1组)。慢病毒转染方法同1.4.1。转染后各组行成骨诱导分化。

1.6.2. 观测指标

各组成骨诱导分化14 d,同上法采用Western blot检测RNF11和Akt信号通路蛋白相对表达量,茜素红染色定量检测阳性钙结节数量,ALP染色检测ALP活性,qRT-PCR检测Runx2、OCN、OPN mRNA相对表达量。

1.7. 统计学方法

采用SPSS22.0统计软件进行分析。计量资料均符合正态分布,以均数±标准差表示,组间比较采用单因素方差分析,两两比较采用LSD检验;检验水准α=0.05。

2. 结果

2.1. BMSCs鉴定

流式细胞术检测示,所培养细胞表面标志物CD14、CD45、HLA-DR表达呈阴性,而CD29、CD44及CD105表达呈阳性,与MSCs表面标志物表达模式一致。见图1。成骨诱导分化14 d后茜素红染色可见红色钙结节,成软骨诱导分化14 d阿利新蓝染色可见深蓝色结节,成脂诱导分化14 d油红O染色可见红色脂滴。见图2。提示分离获得的细胞为BMSCs。

图 1.

Identification of BMSCs by flow cytometry

BMSCs流式细胞术鉴定

a. CD14;b. CD45;c. HLA-DR;d. CD29;e. CD44;f. CD105

a. CD14;   b. CD45;   c. HLA-DR;   d. CD29;   e. CD44;   f. CD105

图 1

图 2.

Identification of multipotential differentiation of BMSCs

BMSCs各向分化潜能鉴定

a. 茜素红染色(×40);b. 阿尔新蓝染色(×100);c. 油红O染色(×40)

a. Alizarin red staining (×40); b. Alcian blue staining (×100); c. Oil red O staining (×40)

图 2

2.2. RNF11在BMSCs成骨分化过程中的表达

随BMSCs成骨诱导分化时间延长,茜素红染色阳性钙结节数量和ALP活性均逐渐增加,成熟程度逐渐上升,各时间点间差异均有统计学意义(P<0.05),符合MSCs成骨的一般规律。见图34。Western blot检测示,随BMSCs成骨诱导分化时间延长,RNF11蛋白相对表达量亦呈逐渐增加趋势,各时间点间差异均有统计学意义(P<0.05),提示RNF11可能参与了BMSCs成骨分化过程。见图5

图 3.

Observation on the osteogenic differentiation regularity of BMSCs (×40)

BMSCs成骨分化规律观察(×40)

从左至右分别为培养0、3、7、10、14 d a. 茜素红染色;b. ALP染色

From left to right for cultured 0, 3, 7, 10, and 14 days a. Alizarin red staining; b. ALP staining

图 3

图 4.

Quantitative detection of BMSCs osteogenesis

BMSCs成骨分化定量检测

a. 茜素红染色;b. ALP活性

a. Alizarin red staining; b. ALP activity

图 4

图 5.

Expression of RNF11 during BMSCs osteogenesis detected by Western blot

Western blot检测RNF11在BMSCs成骨分化过程中的表达

a. 电泳图 Mr:相对分子质量 1:0 d 2:3 d 3:7 d 4:10 d 5:14 d;b. RNF11蛋白相对表达量

a. Electrophoresis Mr: Relative molecular weight 1: 0 day 2: 3 days 3: 7 days 4: 10 days 5: 14 days; b. RNF11 protein relative expression

图 5

2.3. 下调RNF11对BMSCs体外成骨分化能力的影响

各组成骨诱导分化14 d检测示,C组RNF11蛋白相对表达量、阳性钙结节数量、ALP活性及Runx2、OCN、OPN mRNA相对表达量均显著低于A、B组,差异均有统计学意义(P<0.05)。提示下调BMSCs中RNF11表达将抑制其成骨分化能力。见图67

图 6.

The influence of knockdown RNF11 on osteogenic differentiation of BMSCsin vitro

下调RNF11对BMSCs体外成骨分化能力的影响

a. Western blot检测电泳图 Mr:相对分子质量 1:A组 2:B组 3:C组;b. 茜素红染色(×40) 从左至右依次为A、B、C组;c. ALP染色(×40) 从左至右依次为A、B、C组

a. Electrophoresis of Western blot Mr: Relative molecular weight 1: Group A 2: Group B 3: Group C; b. Alizarin red staining (×40)  From left to right for groups A, B, and C, respectively; c. ALP staining (×40)  From left to right for groups A, B, and C, respectively

图 6

图 7.

Quantitative analysis of the influence of knockdown RNF11 on osteogenic differentiation of BMSCsin vitro

下调RNF11对BMSCs体外成骨分化能力影响定量分析

*P<0.05 a. RNF11蛋白相对表达量;b. 茜素红染色;c. ALP活性;d~f. qRT-PCR检测Runx2、OCN、OPN mRNA相对表达量

*P<0.05 a. RNF11 protein relative expression; b. Alizarin red staining; c. ALP activity; d-f. Relative expressions of Runx2, OCN, and OPN mRNA detected by qRT-PCR

图 7

2.4. RNF11对Akt信号通路的影响

随BMSCs成骨诱导分化时间延长,RNF11与Akt信号通路蛋白相对表达量均逐渐增加,各时间点间差异有统计学意义(P<0.05)。见图8

图 8.

Western blot detection of RNF11 and Akt signaling pathway protein expressions before and after osteogenic differentiation

Western blot检测成骨分化前后RNF11与Akt信号通路蛋白表达

a. 电泳图 Mr:相对分子质量 1:0 d 2:7 d 3:14 d;b. RNF11蛋白相对表达量;c. Akt信号通路蛋白相对表达量

a. Electrophoresis Mr: Relative molecular weight 1: 0 day 2: 7 days 3: 14 days; b. RNF11 protein relative expression; c. Relative protein expression of Akt signaling pathway

图 8

下调RNF11实验中,各组β-catenin及Smad1/5/8信号通路蛋白相对表达量差异均无统计学意义(P>0.05);C组Akt信号通路蛋白相对表达量显著低于A、B组,差异有统计学意义(P<0.05)。见图9。提示RNF11可能是通过影响Akt信号通路激活来参与BMSCs的体外成骨分化过程。

图 9.

The influence of knockdown RNF11 on Akt signaling pathway

下调RNF11对Akt信号通路的影响

a. Western blot检测电泳图 Mr:相对分子质量 1:A组 2:B组 3:C组;b~d. 分别为β-catenin、Akt、Smad1/5/8信号通路蛋白相对表达量  *P<0.05

a. Electrophoresis of Western blot Mr: Relative molecular weight 1: Group A 2: Group B 3: Group C; b-d. Protein relative expressions of β-catenin, Akt, and Smad1/5/8 signaling pathway, respectively*P<0.05

图 9

2.5. RNF11对Akt信号通路的影响机制

B1、C1组RNF11蛋白相对表达量显著低于A1组,差异有统计学意义(P<0.05);B1、C1组间差异无统计学意义(P>0.05)。与A1、C1组比较,B1组Akt信号通路蛋白相对表达量、阳性钙结节数量、ALP活性及成骨标志物Runx2、OCN、OPN mRNA相对表达量均显著下调,差异有统计学意义(P<0.05);添加了SC79的C1组可逆转上述效果,与A1组比较上述指标差异均无统计学意义(P>0.05)。见图1011。提示RNF11可能通过激活Akt信号通路促进BMSCs成骨分化。

图 10.

The influence of activating Akt signaling pathway on osteogen

激活Akt信号通路对下调RNF11后BMSCs成骨分化的影响

a. Western blot检测电泳图 Mr:相对分子质量 1:A1组 2:B1组 3:C1组;b. 茜素红染色(×40) 从左至右依次为A1、B1、C1组;c. ALP染色(×40) 从左至右依次为A1、B1、C1组

a. Electrophoresis of Western blot Mr: Relative molecular weight 1: Group A1 2: Group B1 3: Group C1; b. Alizarin red staining (×40) From left to right for groups A1, B1, and C1, respectively; c. ALP staining (×40) From left to right for groups A1, B1, and C1, respectively

图 10

图 11.

Quantitative analysis of the influence of activating Akt signaling pathway on osteogenic differentiation of BMSCs after knockdown RNF11

激活Akt信号通路对下调RNF11后BMSCs成骨分化影响的定量分析

*P<0.05 a. RNF11蛋白相对表达量;b. Akt信号通路蛋白相对表达量;c. 茜素红染色;d. ALP活性;e~g. qRT-PCR检测Runx2、OCN、OPN mRNA相对表达量

*P<0.05 a. Relative protein expression of RNF11; b. Relative protein expression of Akt signaling pathway; c. Alizarin red staining; d. ALP activity; e-g. Relative expressions of Runx2, OCN, and OPN mRNA detected by qRT-PCR

图 11

3. 讨论

组织工程骨技术修复骨缺损虽然目前仍在研究阶段,但有极大临床应用前景。BMSCs作为组织工程骨的三大要素之一,研究其成骨分化过程的调控因子和机制一直是此领域的热点。

RNF11是环指蛋白家族中的重要成员之一,通过PY基序结合HECT型E3泛素连接酶Smurf2和AIP4,介导多种细胞蛋白的降解[21]。尽管已有研究表明RNF11减少或功能受损可能与神经退行性疾病有关[22-23],但与BMSCs成骨分化相关研究较少。Gao等[20]在研究成骨机制过程中发现,在小鼠成骨发育的体外模型中,胚胎成骨过程中最早阶段表达的转录因子Est1能够结合RNF11的启动子,且RNF11水平与成骨分化程度成正相关,但并未深入研究。本研究中,我们发现RNF11在BMSCs成骨分化过程中表达明显上调,且与之成正相关;以慢病毒构建敲低RNF11的BMSCs模型,茜素红、ALP染色示C组成骨分化程度低于A、B组,提示RNF11参与BMSCs成骨分化过程,与Gao等的研究结果一致。

为进一步探究RNF11如何影响BMSCs成骨分化,分别检测A、B、C组与BMSCs成骨分化密切相关的Akt、Smad1/5/8、β-catenin信号通路的激活水平[24]。Western blot结果显示,相较于A、B组,C组的Akt信号通路显著受抑制,而对Smad1/5/8和β-catenin信号通路激活水平无明显影响,且RNF11蛋白表达和Akt信号通路激活水平均与BMSCs成骨分化程度成正相关。提示在此过程中两者可能共同发挥作用。为探究两者的关系,我们在实验中添加Akt信号通路激活剂SC79[25],茜素红、ALP染色以及对成骨标志物Runx2、OCN及OPN mRNA的定量分析结果显示,C1组成骨分化水平略低于A1组,但明显高于B1组。分析原因可能是RNF11在BMSCs分化过程中通过激活Akt信号通路表达来促进成骨分化,成骨细胞合成大量Runx2、OCN及OPN,因此下调RNF11时,Akt信号通路激活受抑制,成骨分化水平降低;添加SC79使Akt信号通路激活水平升高后,成骨分化水平重新升高,但激活不完全,因而略低于A1组。

RNF11在机体还具有抑制炎症反应的作用。据报道,由A20-TAX1BP1-Itch-RNF11共同构成的A20泛素编辑酶复合物能够下调NF-κB信号通路,确保炎症反应的短暂性,其中RNF11的PPXY基序负责招募Itch到TAX1BP1形成A20泛素编辑酶复合物[26]。由此推断,若将RNF11运用到BMSCs对骨缺损的临床治疗中,可能有一定抗炎作用,能减轻机体损伤,减少其他抗炎药物的使用,但有待进一步实验研究明确。

近年有很多关于Akt信号通路调控成骨分化的分子机制研究。Zhao等[27]研究显示巨噬细胞MSR1通过激活Akt信号通路促进BMSCs成骨分化,Yang等[28]研究表明miRNA-21通过激活Akt信号通路促进BMSCs成骨分化来促进犬颌面骨再生。提示Akt信号通路调控成骨分化受到多种因素的共同作用,分子间相互协同,共同完成骨修复过程。

综上述,本研究结果表明RNF11通过正向调控Akt信号通路激活水平促进BMSCs向成骨细胞分化。但本研究也存在不足之处:首先,实验采用离体培养的BMSCs,未在动物体内验证,可能会造成实验结果偏倚,也无法验证将其运用于机体时是否会对其他系统产生影响。第二,未探究在病理条件下RNF11对BMSCs的成骨分化作用是否会受影响。第三,未探究RNF11在BMSCs成骨分化其他重要过程中的作用,如破骨细胞形成、炎症等。以上不足有待进一步研究完善。

作者贡献:邓雯负责研究设计、数据收集整理、统计分析;龙婷负责论文撰写;杜英负责对文章的知识性内容作批评性审阅。

利益冲突:所有作者声明,在课题研究和文章撰写过程中不存在利益冲突。

机构伦理问题:研究方案经郑州大学生命科学伦理审查委员会批准。

References

  • 1.Oryan A, Kamali A, Moshiri A, et al. Role of mesenchymal stem cells in bone regenerative medicine: What is the evidence? Cells Tissues Organs, 2017, 204(2): 59-83.
  • 2.Aicher WK, Bühring HJ, Hart M, et al Regeneration of cartilage and bone by defined subsets of mesenchymal stromal cells-potential and pitfalls. Adv Drug Deliv Rev. 2011;63(4-5):342–351. doi: 10.1016/j.addr.2010.12.004. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 3.Marie PJ, Fromigué O Osteogenic differentiation of human marrow-derived mesenchymal stem cells. Regen Med. 2006;1(4):539–548. doi: 10.2217/17460751.1.4.539. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 4.Shih YR, Chen CN, Tsai SW, et al Growth of mesenchymal stem cells on electrospun type Ⅰ collagen nanofibers. Stem Cells. 2006;24(11):2391–2397. doi: 10.1634/stemcells.2006-0253. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 5.Bruder SP, Kraus KH, Goldberg VM, et al The effect of implants loaded with autologous mesenchymal stem cells on the healing of canine segmental bone defects. J Bone Joint Surg (Am) 1998;80(7):985–996. doi: 10.2106/00004623-199807000-00007. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 6.袁宇, 徐林 骨髓间充质干细胞联合3D生物打印技术治疗骨缺损的研究进展. 中国医学物理学杂志. 2021;38(1):110–126. doi: 10.3969/j.issn.1005-202X.2021.01.019. [DOI] [Google Scholar]
  • 7.Tse WT, Pendleton JD, Beyer WM, et al Suppression of allogeneic T-cell proliferation by human marrow stromal cells: implications in transplantation. Transplantation. 2003;75(3):389–397. doi: 10.1097/01.TP.0000045055.63901.A9. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 8.Maruyama M, Moeinzadeh S, Guzman RA, et al. The efficacy of lapine preconditioned or genetically modified IL4 over-expressing bone marrow-derived mesenchymal stromal cells in corticosteroid-associated osteonecrosis of the femoral head in rabbits. Biomaterials, 2021, 275: 120972. doi: 10.1016/j.biomaterials.2021.120972.
  • 9.Maruyama M, Rhee C, Utsunomiya T, et al. Modulation of the inflammatory response and bone healing. Front Endocrinol (Lausanne), 2020, 11: 386. doi: 10.3389/fendo.2020.00386.
  • 10.Fujita T, Azuma Y, Fukuyama R, et al Runx2 induces osteoblast and chondrocyte differentiation and enhances their migration by coupling with PI3K-Akt signaling. J Cell Biol. 2004;166(1):85–95. doi: 10.1083/jcb.200401138. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 11.史东梅, 董明, 陆颖, 等. PI3K/Akt信号通路与骨破坏: 问题与机制. 中国组织工程研究, 2020, 24(23): 3716-3722.
  • 12.Peng XD, Xu PZ, Chen ML, et al Dwarfism, impaired skin development, skeletal muscle atrophy, delayed bone development, and impeded adipogenesis in mice lacking Akt1 and Akt2. Genes Dev. 2003;17(11):1352–1365. doi: 10.1101/gad.1089403. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 13.Kitching R, Wong MJ, Koehler D, et al The RING-H2 protein RNF11 is differentially expressed in breast tumours and interacts with HECT-type E3 ligases. Biochim Biophys Acta. 2003;1639(2):104–112. doi: 10.1016/j.bbadis.2003.07.001. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 14.Azmi P, Seth A RNF11 is a multifunctional modulator of growth factor receptor signalling and transcriptional regulation. Eur J Cancer. 2005;41(16):2549–2560. doi: 10.1016/j.ejca.2005.08.020. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 15.Connor MK, Azmi PB, Subramaniam V, et al Molecular characterization of ring finger protein 11. Mol Cancer Res. 2005;3(8):453–461. doi: 10.1158/1541-7786.MCR-04-0166. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 16.Mattioni A, Castagnoli L, Santonico E. RNF11 at the crossroads of protein ubiquitination. Biomolecules, 2020, 10(11): 1538. doi: 10.3390/biom10111538.
  • 17.Santonico E, Belleudi F, Panni S, et al Multiple modification and protein interaction signals drive the Ring finger protein 11 (RNF11) E3 ligase to the endosomal compartment. Oncogene. 2010;29(41):5604–5618. doi: 10.1038/onc.2010.294. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 18.Malonis RJ, Fu W, Jelcic MJ, et al RNF11 sequestration of the E3 ligase SMURF2 on membranes antagonizes SMAD7 down-regulation of transforming growth factor β signaling. J Biol Chem. 2017;292(18):7435–7451. doi: 10.1074/jbc.M117.783662. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 19.Budhidarmo R, Zhu J, Middleton AJ, et al The RING domain of RING Finger 11 (RNF11) protein binds Ubc13 and inhibits formation of polyubiquitin chains. FEBS Lett. 2018;592(8):1434–1444. doi: 10.1002/1873-3468.13029. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 20.Gao Y, Ganss BW, Wang H, et al The RING finger protein RNF11 is expressed in bone cells during osteogenesis and is regulated by Ets1. Exp Cell Res. 2005;304(1):127–135. doi: 10.1016/j.yexcr.2004.10.031. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
  • 21.Subramaniam V, Li H, Wong M, et al The RING-H2 protein RNF11 is overexpressed in breast cancer and is a target of Smurf2 E3 ligase. Br J Cancer. 2003;89(8):1538–1544. doi: 10.1038/sj.bjc.6601301. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 22.Pranski EL, Dalal NV, Herskowitz JH, et al. Neuronal RING finger protein 11 (RNF11) regulates canonical NF-κB signaling. J Neuroinflammation, 2012, 9: 67. doi: 10.1186/1742-2094-9-67.
  • 23.Pranski EL, Dalal NV, Sanford CV, et al RING finger protein 11 (RNF11) modulates susceptibility to 6-OHDA-induced nigral degeneration and behavioral deficits through NF-κB signaling in dopaminergic cells. Neurobiol Dis. 2013;54:264–279. doi: 10.1016/j.nbd.2012.12.018. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 24.池玉磊, 卜宪敏, 查玉梅, 等 骨髓间充质干细胞复合支架材料治疗骨缺损: 研究现状及前景展望. 中国组织工程研究. 2019;23(29):4749–4756. doi: 10.3969/j.issn.2095-4344.1819. [DOI] [Google Scholar]
  • 25.Jo H, Mondal S, Tan D, et al Small molecule-induced cytosolic activation of protein kinase Akt rescues ischemia-elicited neuronal death. Proc Natl Acad Sci U S A. 2012;109(26):10581–10586. doi: 10.1073/pnas.1202810109. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 26.Shembade N, Parvatiyar K, Harhaj NS, et al The ubiquitin-editing enzyme A20 requires RNF11 to downregulate NF-kappaB signalling. EMBO J. 2009;28(5):513–522. doi: 10.1038/emboj.2008.285. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 27.Zhao SJ, Kong FQ, Jie J, et al Macrophage MSR1 promotes BMSC osteogenic differentiation and M2-like polarization by activating PI3K/AKT/GSK3β/β-catenin pathway. Theranostics. 2020;10(1):17–35. doi: 10.7150/thno.36930. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
  • 28.Yang C, Liu X, Zhao K, et al. miRNA-21 promotes osteogenesis via the PTEN/PI3K/Akt/HIF-1α pathway and enhances bone regeneration in critical size defects. Stem Cell Res Ther, 2019, 10(1): 65. doi: 10.1186/s13287-019-1168-2.

Articles from Chinese Journal of Reparative and Reconstructive Surgery are provided here courtesy of Sichuan University

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