The first complete mitochondrial genome of Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae)

Audrey J Majeske; Alejandro J Mercado Capote; Aleksey Komissarov; Anna Bogdanova; Nikolaos V Schizas; Stephanie O Castro Márquez; Kenneth Hilkert; Walter Wolfsberger; Tarás K Oleksyk

doi:10.46471/gigabyte.73

. 2022 Nov 22;2022:gigabyte73. doi: 10.46471/gigabyte.73

The first complete mitochondrial genome of Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae)

Audrey J Majeske ^1,^2,^*, Alejandro J Mercado Capote ¹, Aleksey Komissarov ³, Anna Bogdanova ³, Nikolaos V Schizas ⁴, Stephanie O Castro Márquez ^1,², Kenneth Hilkert ², Walter Wolfsberger ^1,^2,⁵, Tarás K Oleksyk ^1,^2,⁵

PMCID: PMC9693923 PMID: 36824507

Abstract

The mitochondrial genome of the long-spined black sea urchin, Diadema antillarum, was sequenced using Illumina next-generation sequencing technology. The complete mitogenome is 15,708 bp in length, containing two rRNA, 22 tRNA and 13 protein-coding genes, plus a noncoding control region of 133 bp. The nucleotide composition is 18.37% G, 23.79% C, 26.84% A and 30.99% T. The A + T bias is 57.84%. Phylogenetic analysis based on 12 complete mitochondrial genomes of sea urchins, including four species of the family Diadematidae, supported familial monophyly; however, the two Diadema species, D. antillarum and D. setosum were not recovered as sister taxa.

Data description

The long-spined black sea urchin, Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae; NCBI:txid105358; urn:lsid:marinespecies.org:taxname:124332), is a marine benthic invertebrate inhabiting the shallow waters of the western Atlantic Ocean and Caribbean Sea. It is an important herbivore and keystone species that helps maintain healthy coral reef systems along its coastal marine habitats [1–9]. After the human impact of overharvesting larger herbivorous fishes and the disappearance of larger vertebrates, D. antillarum was plentiful. Along with other smaller herbivore fishes, they served as the primary grazers maintaining the health of a coral-dominated reef system, up until the mid-1980s [9–11]. After the historic 1983/84 die-off event of this species, which was presumably caused by an unknown water-borne pathogen, repeated die-off events occurred in the 1990s as well as in the current year [12]. These events have collectively decimated, as well as wiped out, populations in some localities across the Caribbean [13–15]. Monitoring and recovery efforts have been promising, but future die-off events will likely occur as global climate change continues [16–18].

Context

Until now, only a few genes have been described in the mitochondrial genome of D. antillarum, including partial sequences of COI, COII and ATP6, as well as assembled sequences of ATP8 and tRNA^Lys [19, 20]. While over 40 mitochondrial genomes of different sea urchin species have been completed so far, this includes only three species within the family Diadematidae, which contains 12 genera. Of these, both species of the genus Echinothrix have complete mitochondrial genomes in addition to one of the seven species within the genus Diadema, specifically D. setosum. Here, we report the complete mitochondrial genome of D. antillarum and we explore the utility of whole mitochondrial genomes to place D. antillarum phylogenetically in the Diadematidae tree.

Methods

Sample collection and DNA extraction

An adult sea urchin was collected in Puerto Rico (18^°20′35.2′′N 67^°15′40.5′′W). A sample containing whole coelomocytes was withdrawn from the animal through the Aristotle’s Lantern using a sterile 23-gauge needle connected to a 5-mL syringe. The animal was photographed and then returned to its habitat at the collection site; it was not retained as a voucher specimen for this study. The sample was held on ice during transport to the University of Puerto Rico Mayagüez (UPRM). Total DNA was extracted from coelomocytes per company instructions using an a DNeasy^® Blood and Tissue Kit (Qiagen, Inc.). The sample quality and concentration were assessed using a NanoDrop 2000 spectrophotometer (ThermoFisher Scientific) prior to shipment for sequencing at the Psomagen (Macrogen USA) laboratory in Rockville, MD, USA. Approval for the sample collection was obtained from the Department of Natural and Environmental Resources of Puerto Rico (O-VS-PVS15-AG-00046-01082018).

Sequencing and bioinformatics analysis

To prepare the DNA sample for sequencing, a library of sequences was generated using a TruSeq^® DNA PCR Free (350) library preparation kit (Illumina, Inc.). Quality and quantitation verification of libraries was performed using a Bioanalyzer. Next, an Illumina HiSeq 2500 platform generated paired-end 151-base pair (bp) sequence reads. The sequencer produced a total of 60.8 Gbp and 402,874,618 paired-end reads, of which 88.21% had a quality score of ≥Q30.

Raw read candidates for the mitochondrial genome were extracted bioinformatically from the total Illumina data representing both nuclear and mitochondrial genomes using Cookiecutter2 software [21, 22]. The reads were trimmed using a custom program called v2trim [22].

Next, the list of k-mers was formed in two stages. First, we used the best-known reference genome of sea urchins (Strongylocentrotus purpuratus, NC_001453.1 [23]) to assemble the draft mtDNA contigs of D. antillarum using the SPAdes genome assembler v3.15.4 (RRID:SCR_000131) [24]. Assembled contigs were then searched using the National Center for Biotechnology Information’s BLAST web interface [25] to find the closest reference sequence matching the species Echinothrix diadema, with the accession number KX385836.1. In the second stage, we constructed the k-mer list using this closest reference sequence. Extracted reads were then assembled with SPAdes using default parameters. To verify assembly quality, the extracted reads were mapped back to the full-length mtDNA assembly with BWA-MEM2 (RRID:SCR_022192) using the default parameters [26, 27]. The coverage plot was computed with bedtools genomecov with −d and −split parameters (BEDTools RRID:SCR_006646) [28]. In addition, a per-base coverage data table was generated using the NGS data analysis tools provided in the Unipro UGENE software program [29]. A graph of this data table was generated in Microsoft Excel (2019) and is presented as Figure 1. Finally, the assembly start was rotated to tRNA-Phe. Following assembly, an online annotation was performed using the MITOS web server [30] with following manual verification of each predicted RNA and protein. The results from this annotation were used to generate a mitochondrial map in Geneious Prime v2022.1.1 (Figure 2) [31]. The extracted reads, bam coverage files and the reproducible commands list are available in our GitHub repository [32].

Figure 1. — Mitogenome assembly coverage map of *Diadema antillarum*.

A per-base coverage data table was generated using Unipro UGENE. This graph was generated in Microsoft Excel (2019). The X-axis shows the base position of the mitogenome sequence. The Y -axis shows the assembly coverage at that base. The length of the mitogenome is 15,708 bp.

Figure 2. — Mitochondrial genome map of *Diadema antillarum*.

Arrow shapes are colored to indicate tRNA genes (blue), rRNA genes (red) and protein-coding genes (green). The black rectangular shape refers to the noncoding control region or D loop. The directions of the arrows indicate direction of transcription on the H-strand (arrow points to the right) and L-strand (arrow points to the left). The map was generated in Geneious Prime v2022.1.1. The animal image is the specimen used for sampling in this study. Image taken by Alejandro Mercado Capote.

Phylogenetic analysis

Alignment and phylogenetic analysis were constructed in MEGA v11.0.11 [33]. Analysis included the complete mitochondrial genomes of 12 representative species from the orders Camarodonta (families Temnopleuridae, Echinometridae and Parechinidae), Arbacioida (family Arbaciidae), Temnopleuroida (family Toxopneustidae), Cidaroida (family Cidaridae), Echinoida (family Strongylocentrotidae), and Diadematoida (family Diadematidae) plus the sea cucumber, Apostichopus japonicus. A MUSCLE alignment method was implemented using the default parameters in the MEGA11 program. Another sequence alignment editor, BioEdit, was used to generate a sequence identity matrix of the aligned sequences [34]. We performed IQ-TREE analysis to determine the best-fit model of substitution among the mitogenome sequences [35]. A maximum likelihood (ML) tree was generated with the mitogenome nucleotide DNA sequences of the 12 sea urchin species and the sea cucumber included as an outgroup. For phylogenetic analysis, we chose a comprehensive model of parameters that resulted in branches containing the best supported bootstrap values (out of 500 bootstrap iterations) for the resulting consensus tree. The ML tree was generated using a Tamura–Nei model of evolution [36]. A discrete Gamma distribution was used to model evolutionary rate differences among sites (five categories (+G, parameter = 0.3129)). Initial tree(s) for the heuristic search were obtained automatically by applying Neighbor-Join and BioNJ algorithms to a matrix of pairwise distances estimated using the Tamura–Nei model, and then the ML tree was generated by selecting the topology with superior log likelihood value. Additional sequence alignments and phylogenetic analysis was performed on available sequences for Echinothrix spp. and Diadema spp. for each of the three genes: 16S ribosomal RNA (partial sequence), ATPase genes (including ATP synthase subunit 6 gene partial coding sequence and tRNA-Lys gene partial sequence ATP8 gene complete coding sequence and ATP6 gene partial coding sequence) and cytochrome oxidase subunit 1 (CO1) (partial coding sequence). For these additional analyses, a MUSCLE alignment was generated using the default parameters in MEGA11. In addition, we extracted the portions of the mitogenome for E. diadema (KX385836), E. calamaris (MK609484), D. setosum (KX385835) and D. antillarum (present study) that corresponded to each gene, by generating an initial alignment using available sequences from the same genera for each of the three genes. A ML tree was obtained for each gene using a bootstrapped (500 iterations) general time reversible (GTR) model with invariant (I) substitution rates among the nucleotides. The initial trees were obtained by applying Neighbor-Join and BioNJ algorithms to a matrix of pairwise distances estimated using the Tamura–Nei model, and then the ML tree was generated by selecting the topology with superior log likelihood value.

Data validation and quality control

Signatures of the mitogenome

The circular mitogenome of D. antillarum is 15,708 bp in length, comprising two rRNA genes, 22 tRNA genes, a noncoding control region, and 13 protein-coding genes that are common in other echinoderms, as well as the order of the genes [37–39]. Most of the genes are encoded on the H-strand, except for one protein-coding gene, ND6, and five tRNA genes, including tRNA^Gln, tRNA^Ala, tRNA^{V al}, tRNA^Asp, and tRNA^Ser, which are encoded on the L-strand [40]. Most of the protein-coding genes use the start codon ATG, with the exception of ATP8, which starts with GTG. The length of the rRNA genes is 896 bp for 12S rRNA and 1555 bp for16S rRNA. The control region is 133 bp in length and contains the typical G repeat that is found in other echinoderms. This noncoding region is located at base positions 1111 to 1243, and is positioned between the genes tRNA^Thr and tRNA^Pro.

The composition of the nucleotides for the mitogenome of D. antillarum was calculated in MEGA11 as 18.37% G, 23.79% C, 26.84% A and 30.99% T. The A + T bias was also calculated in MEGA, which is 57.84% for D. antillarum – slightly lower, but comparable, with that of D. setosum, which is 58.19%. Compared with the two other Echinothrix species in the same family as D. antillarum, the A + T bias in the mitogenome of D. antillarum is slightly higher than that of E. diadema (57.61%) and E. calamaris (56.43%). Nonetheless, when compared with species in different orders, the mitochondrial A + T bias of D. antillarum is usually lower than other species in the following orders: Cidaroida (Stylocidaris reini, 59.93%; Prionocidaris baculosa, 59.14%; Eucidaris tribuloides, 59.70%), Camarodonta (Echinometra mathaei, 59.21%; Heterocentrotus mamillatus, 58.91%; Heliocidaris crassispina, 58.89%), and Echinoida (Strongylocentrotus droebachiensis, 58.96%; S. intermedius, 58.92%; S. purpuratus, 58.98%).

Phylogenetic tree

The bootstrap consensus ML tree is shown in Figure 3. This was inferred from 500 replicates through clustering of the associated taxa [41]. The results of the IQ-TREE analysis indicated that the best model of substitution was the most comprehensive model tested, the GTR+F+R2 model (general time reversible model with unequal rates and unequal base frequency with FreeRate rate heterogeneity model) [42]. The results of this test included a ML tree lacking a bootstrap analysis, which is available in GitHub [32]. In addition, a ML tree was generated in MEGA11 program using the suggested GTR model of evolution with invariant (or unequal) substitution rates among sites. The two resulting ML consensus trees from MEGA11, plus the ML tree generated by IQ-TREE analysis, had identical topologies with regards to the species within the family Diadematidae. Of the two bootstrapped ML trees produced in MEGA, the tree presented in this study tended to show higher bootstrap values for all branches within the tree.

The tree topology shown in this study indicated that D. antillarum was more closely related to E. diadema than to D. setosum. The next most closely related taxon to these three was E. calamaris. For E. diadema, E. calamaris and D. setosum, the length of these mitochondrial genomes are 15,712 bp, 15,716 bp and 15,708 bp, respectively. A previous study reporting the complete mitogenome of D. setosum included a ML phylogenetic tree with a highly supported sister clade (bootstrap value of 100) containing two taxa: E. diadema and D. setosum [49]. Furthermore, the results of our sequence identity matrix of mitogenomes between D. antillarum and E. diadema was 96.7% identical, whereas, D. antillarum vs. D. setosum or D. antillarum vs. E. calamaris had 86.3% and 80% identity, respectively. Additionally, the mitogenomes between E. diadema and D. setosum was 86.2% identical in sequence. This suggests that the overall higher similarity between D. antillarum and E. diadema, as opposed to D. setosum, could be associated with the higher A + T bias in the mitogenome. However, the mitogenome sequences of E. diadema and D. setosum were generated from specimens collected in the South China Sea from the same research group [49, 50]. Given there are other Diadema species in the South China Sea that are morphologically similar to E. diadema (including D. setosum and D. savignyi), the reported mitogenome of E. diadema may have been sampled from a Diadema species, namely D. savignyi. Unfortunately, the mitogenome for D. savignyi has not been completed or is otherwise unavailable. Nonetheless, to provide evidence for this claim, we performed sequence analysis for three additional genes (16S, ATPase and CO1) for available data from species of the genera Echinothrix and Diadema. Results of the tree topologies for all three genes indicated that the specific gene sequences extracted from the mitogenome of E. diadema are more closely related to the particular gene sequence obtained from Diadema sp. rather than those from Echinothrix sp. (Figures 4, 5, and 6). In particular, the specific gene sequences extracted from the mitogenome of E. diadema were placed as a sister clade with D. savignyi (see Figures 4–6), which was placed next to a larger group of clades including D. africanum (see Figure 4), D. antillarum, (see Figures 4–6), D. mexicanum (see Figure 4) and D. setosum (see Figures 4–6). This was more distantly related to groupings of clades that included E. diadema (see Figure 4) and E. calamaris (see Figures 4–6).

Figure 4. — Phylogenetic analysis of 16S ribosomal RNA sequences for *Diadema and Echinothrix* spp.

A maximum likelihood bootstrapped consensus tree of 19 partial gene sequences for *Diadema and Echinothrix* spp. plus *Eucidaris tribuloides* as an outgroup. A section of the mitogenome for *E. diadema* (KX385836), *D. setosum* (KX385835), *E. calamaris* (MK609484), *D. antillarum* (10.02.2022) and *E. tribuloides* (ETRI 00-1) that corresponded to the 16S gene was extracted by generating an initial alignment. To do this, the *E. calamaris* 16S gene-specific sequences were aligned to the entire *E. tribuloides, E. calamaris* and *E. diadema* mitogenomes. Then, the *D. setosum and D. savignyi* gene-specific sequences for 16S were aligned to the entire *E. tribuloides* and *D. antillarum* mitogenomes. Lastly, the *D. setosum* gene-specific sequences listed in the tree were aligned to the entire *E. tribuloides* and *D. setosum* mitogenomes. The rest of the mitogenome for each species was trimmed to only reflect the portion pertaining to the 16S gene sequence. Thus, the taxa on the tree named Diadema antillarum mtDNA 10.02.2022, Echinothrix diadema KX385836=NC 033523, Diadema setosum KX38535=NC 033522, Echinothris calamaris KNZ-KUC07 MK609484=NC 050274 and Eucidaris tribuloides isolate ETRI 00-1 MH614961=NC 050252 include only the 16S gene sequences. Branch lengths are equalized and do not include evolutionary divergence times. Bootstrap support values are included on the tree branches.

Figure 5. — Phylogenetic analysis of ATPase genes for *Diadema and Echinothrix* spp.

ATP synthase subunit 6 gene (partial coding sequence) and ATP synthase subunit 8 gene (complete coding sequence) were included in the analysis, as well as tRNA-Lys gene (partial sequence), which was included in some of the taxa. A maximum likelihood bootstrapped consensus tree is shown for 16 sequences of *Diadema and Echinothrix* spp. plus *Eucidaris tribuloides* as an outgroup. A section of the mitogenome for *E. diadema* (KX385836), *D. setosum* (KX385835), *E. calamaris* (KNZ-KUC07), *D. antillarum* (10.02.2022) and *E. tribuloides* (ETRI 00-1) that corresponded to the specified sequence was extracted by generating an initial alignment. To do this, the *E. calamaris* and *E. diadema* gene-specific sequences listed in the tree were aligned to the entire *E. tribuloides*, *E. diadema* and *E. calamaris* mitogenomes. Then, the *D. antillarum, D. africanum, D. setosum, D. savignyi* and *D. mexicanum* gene-specific sequences listed in the tree were aligned to the entire *E. tribuloides* and *D. antillarum* mitogenomes. Lastly, the *D. setosum* gene-specific sequences listed in the tree were aligned to the entire *E. tribuloides* and *D. setosum* mitogenome. The rest of the mitogenome for each species was trimmed to only reflect the portion pertaining to the ATPase gene sequences. Thus, the taxa on the tree named *Diadema antillarum* mtDNA 10.02.2022, *Echinothrix diadema* KX385836=NC 033523, *Diadema setosum* KX38535=NC 033522, *Echinothrix calamaris* KNZ-KUC07 MK609484=NC050274 and *Eucidaris tribuloides* isolate ETRI 00-1 MH614961=NC 050252 include only the ATPase gene sequences. Branch lengths are equalized and do not include evolutionary divergence times. Bootstrap support values are included on the tree branches.

Figure 6. — Phylogenetic analysis of cytochrome oxidase 1 (*CO1*) genes for *Diadema and Echinothrix* spp.

A maximum likelihood bootstrapped consensus tree is shown for 15 partial coding sequences of *Diadema and Echinothrix* spp. plus *Eucidaris tribuloides* as an outgroup. A section of the mitogenome for *E. diadema* (KX385836), *E. calamaris* (KNZ-KUC07), *D. antillarum* (10.02.2022) and *E. tribuloides* (ETRI 00-1) that corresponded to the *CO1* gene was extracted by generating an initial alignment. To do this, the *E. calamaris* gene-specific sequences listed in the tree were aligned to the entire *E. tribuloides*, *E. diadema* and *E. calamaris* mitogenome. Separately, the gene-specific sequences listed in the tree from *D. savignyi*, *D. antillarum*, and *D. setosum* were aligned to the entire *E. tribuloides* and *D. antillarum* mitogenome. The rest of the mitogenome for each species was trimmed to only reflect the portion pertaining to the *CO1* gene sequence. Thus, the taxa on the tree named *Diadema antillarum* mtDNA 10.02.2022, *Echinothrix calamaris* KNZ-KUC07 MK609484=NC050274, *Echinothrix diadema* KX385836=NC 033523 and *Eucidaris tribuloides* isolate ETRI 00-1 MH614961=NC 050252 include only the *CO1* gene sequences. Branch lengths are equalized and do not include evolutionary divergence times. Bootstrap support values are included on the tree branches.

Furthermore, it is important to note that the habitat ranges of both E. diadema and D. setosum are in the Indo-Pacific region, which is distinct from the habitat range of D. antillarum typically found in the western Atlantic Ocean, the Caribbean Sea, the tropical coasts of South America down to Brazil, and from Bermuda to Florida. A new subspecies of D. antillarum, called D. antillarum ascensionis, has been identified in the eastern Atlantic, which is similar to the mid-Atlantic species of D. antillarum [53]. This new subspecies is also similar to D. africanum found in the eastern Atlantic islands, from the Madeira islands to the Guinean Gulf, including the Salvage, Canary, Cape Verde [54], and Sâo Tome islands [19]. While D. antillarum has been repopulating areas, which has extended their habitat range, we are not aware of any D. africanum migration as far west as Puerto Rico, in the Caribbean Sea. In addition, when identifying the specimen prior to collection for this study, it lacked the iridophores, typical of D. africanum, which are visible in sunlight. While the ATPase sequence analysis presented in this study does reflect that there are similarities in these sequences between D. antillarum, D. africanum and D. mexicanum, the ATPase gene sequence that was extracted from the mitogenome used in this analysis most closely resembles that of another D. antillarum (see Figure 4). Thus, we believe that the species used in this study was correctly identified. Yet, as additional mitogenome sequences become available, the phylogenetic tree describing the relationships between genera within Diadematidae should become more thorough.

Reuse potential

These results may provide some insight into the dispersal and speciation events of the family Diadematidae. However, more data are needed from other genera to draw further conclusions about the evolution and adaptation of this family lineage. The mitogenome sequence produced here can serve as a reference sequence for this species of sea urchin. In addition, the nuclear sequences generated here will be included in a larger study to assemble the whole genome for this species. Given the necessity of D. antillarum for maintaining the health and current structure of the remaining coral-dominated coastlines in the face of global climate change, it will be important to include the genetics of this species in future conservation and population genetics studies.

Acknowledgements

The authors would like to thank Heidi D. Morales Díaz for assistance with the animal sample collection.

Funding Statement

Funding for the project was provided by start-up funds granted to Tarás Oleksyk by Oakland University.

Data Availability

The mitochondrial genome sequence has been deposited at DDBJ/ENA/GenBank under the accession number ON725136. The data is linked to the NCBI BioProject and BioSample numbers PRJNA839760 and SAMN28553754, respectively. All intermediate files are available in the GigaDB repository [55].

Declarations

List of abbreviations

bp: base pair; Gbp: gigabase pairs; GTR: general time reversible; ML: maximum likelihood.

Ethical approval

Approval for the collection of sea urchin samples was obtained from the Department of Natural and Environmental Resources of Puerto Rico (O-VS-PVS15-AG-00046-01082018).

Consent for publication

Not applicable.

Competing Interests

The authors declare that they have no competing interests.

Funding

Funding for the project was provided by start-up funds granted to Tarás Oleksyk by Oakland University.

References

1.Liddell WD, Ohlhorst SL. . Changes in benthic community composition following the mass mortality of Diadema at Jamaica. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 1986; 95(3): 271–278. [Google Scholar]
2.Hughes TP, Reed DC, Boyle M-J. . Herbivory on coral reefs: Community structure following mass mortalities of sea urchins. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 1987; 113: 39–59. [Google Scholar]
3.Carpenter RC. . Mass mortality of a Caribbean sea urchin: Immediate effects on community metabolism and other herbivores. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1988; 85: 511–514. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
4.Carpenter RC. . Mass mortality of Diadema antillarum—I. Long-term effects on sea urchin population dynamics and coral reef algal communities. Mar. Biol., 1990; 104: 67–77. [Google Scholar]
5.Hughes TP. . Catastrophes, phase shifts, and large-scale degradation of a Caribbean coral reef. Science, 1994; 265: 1547–1551. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
6.Ferrari Legorreta R. . Building resilience of Caribbean coral reefs to macroalgal phase shifts: Identifying key habitat features. PhD Thesis, School of Biological Sciences, The University of Queensland, Australia. 2012; https://espace.library.uq.edu.au/view/UQ:298060.
7.Vega Thurber R, Burkepile DE, Correa AMS et al. Macroalgae decrease growth and alter microbial community structure of the reef-building coral, Porites astreoides. PLoS One, 2012; 7(9): e44246. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
8.Burkepile DE, Allgeier JE, Shantz AA et al. Nutrient supply from fishes facilitates macroalgae and suppresses corals in a Caribbean coral reef ecosystem. Sci. Rep., 2013; 3: 1493. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
9.Steneck RS. . Sea urchins as drivers of shallow water benthic community structure. In: Lawrence JM. (ed.), Sea Urchins: Biology and Ecology. San Diego, CA: Academic Press, 2020; pp. 195–212. [Google Scholar]
10.Jackson JBC. . What was natural in the coastal oceans? Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98(10): 5411–5418. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
11.Pandolfi JM, Bradbury RH, Sala E et al. Global trajectories of the long-term decline of coral reef ecosystems. Science, 2003; 301(5635): 955–958. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
12.Diadema Response Network . https://www.agrra.org/sea-urchin-die-off/. Accessed 24 May 2022.
13.Lessios HA. . Diadema antillarum 10 years after mass mortality: Still rare, despite help from a competitor. Proc. R. Soc. B. Biol. Sci., 1995; 259: 331–337. [Google Scholar]
14.Lessios HA, Kessing BD, Robertson DR. . Massive gene flow across the world’s most potent marine biogeographic barrier. Proc. R. Soc. B, 1998; 265(1396): 583–588. [Google Scholar]
15.Lessios HA. . The Great Diadema antillarum Die-Off: 30 Years Later. Ann. Rev. Mar. Sci., 2016; 8: 267–283. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
16.Hylkema A, Debrot AO, Pistor M et al. High peak settlement of Diadema antillarum on different artificial collectors in the Eastern Caribbean. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 2022; 549: 151693. [Google Scholar]
17.Pilnick AR, O’Neil KL, Moe M et al. A novel system for intensive Diadema antillarum propagation as a step towards population enhancement. Sci. Rep., 2021; 11(1): 1–13. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
18.Williams SM. . The reduction of harmful algae on Caribbean coral reefs through the reintroduction of a keystone herbivore, the long-spined sea urchin Diadema antillarum. Restor. Ecol., 2022; 30(1): e13475. [Google Scholar]
19.Lessios HA, Kessing BD, Pearse JS. . Population structure and speciation in tropical seas: global phylogeography of the sea urchin Diadema. Evolution, 2001; 55(5): 955–975. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
20.Collin R, Venera-Ponton DE, Driskell AC et al. DNA barcoding of echinopluteus larvae uncovers cryptic diversity in neotropical echinoids. Invertebr. Biol., 2020; 139(2): e12292. doi: 10.1111/ivb.12292. [DOI] [Google Scholar]
21.Starostina E, Tamazian G, Dobrynin P et al. Cookiecutter: a tool for kmer-based read filtering and extraction. bioRxiv. 2015; 024679. 10.1101/024679. [DOI]
22.aglabx . Cookiecutter github repository. 2022; https://github.com/aglabx/Tools.
23.Jacobs HT, Elliott DJ, Math VB et al. Nucleotide sequence and gene organization of sea urchin mitochondrial DNA. J. Mol. Biol., 1988; 202(2): 185–217. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
24.Bankevich A, Nurk S, Antipov D et al. SPAdes: a new genome assembly algorithm and its applications to single-cell sequencing. J. Comp. Biol., 2012; 19(5): 455–477. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
25.National Center for Biotechnology Information (NCBI) . Basic Local Alignment Search Tool (BLAST). https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi. Accessed 10 January 2022.
26.Li H. . Aligning sequence reads, clone sequences and assembly contigs with BWA-MEM. 2013; arXiv preprint 1303.3997.
27.Li H. . BWA-MEM2 github repository. 2021; https://github.com/bwa-mem2/bwa-mem2..
28.Quinlan AR, Hall IM. . BEDTools: a flexible suite of utilities for comparing genomic features. Bioinformatics, 2010; 26(6): 841–842. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
29.Okonechnikov K, Golosova O, Fursov M et al. Unipro UGENE: a unified bioinformatics toolkit. Bioinformatics, 2012; 28(8): 1166–1167. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
30.University of Leipzig. MITOS web server . http://mitos.bioinf.uni-leipzig.de/index.py. Accessed 29 Apr 2022.
31.Kearse M, Moir R, Wilson A et al. Geneious Basic: An integrated and extendable desktop software platform for the organization and analysis of sequence data. Bioinformatics, 2012; 28(12): 1647–1649. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
32.aglabx . Assembly of Diadema antillarum mtDNA. 2022; https://github.com/aglabx/mtDNA_assembly/tree/master/Diadema_anthilarum.
33.Tamura K, Stecher G, Kumar S. . MEGA11: Molecular evolutionary genetics analysis version 11. Mol. Biol. Evol., 2021; 38(7): 3022–3027. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
34.Hall TA. . BioEdit: A user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucleic Acids Symp. Ser., 1999; 41: 95–98. [Google Scholar]
35.Nguyen LT, Schmidt HA, von Haeseler A et al. IQ-TREE: A fast and effective stochastic algorithm for estimating maximum-likelihood phylogenies. Mol. Biol. Evol., 2015; 32(1): 268–274. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
36.Tamura K, Nei M. . Estimation of the number of nucleotide substitutions in the control region of mitochondrial DNA in humans and chimpanzees. Mol. Biol. Evol., 1993; 10: 512–526. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
37.Bronstein O, Kroh A. . The first mitochondrial genome of the model echinoid Lytechinus variegatus and insights into Odontophoran phylogenetics. Genomics, 2018; 111(4): 710–718. doi: 10.1016/j.ygeno.2018.04.008. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
38.Ketchum RN, DeBiasse MB, Ryan JF et al. The complete mitochondrial genome of the sea urchin, Echinometra sp. EZ. Mitochondrial DNA B, 2018; 3(2): 1225–1227. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
39.De Giorgi C, Martiradonna A, Lanave C et al. Complete sequence of the mitochondrial DNA in the sea urchin Arbacia lixula: conserved features of the echinoid mitochondrial genome. Mol. Phylogenet. Evol., 1996; 5: 323–332. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
40.Bernt M, Donath A, Jühling F et al. MITOS: improved de novo metazoan mitochondrial genome annotation. Mol. Phylogenet. Evol., 2013; 69(2): 313–319. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
41.Felsenstein J. . Confidence limits on phylogenies: An approach using the bootstrap. Evolution, 1985; 39: 783–791. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
42.Tavaŕe S. . Some probabilistic and statistical problems in the analysis of DNA sequences. Lect. Math. Life Sci., 1986; 17: 57–86. [Google Scholar]
43.Jung G, Lee Y-H. . Molecular phylogeny and mitochondrial DNA sequence evolution of Strongylocentrotidae, Echinoida. NCBI. 2013; https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/KC479025.1/. [DOI] [PubMed]
44.Valverde JR, Marco R, Garesse R. . A conserved heptamer motif for ribosomal RNA transcription termination in animal mitochondria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994; 91(12): 5368–5371. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
45.Qureshi SA, Jacobs HT. . Two distinct, sequence-specific DNA-binding proteins interact independently with the major replication pause region of sea urchin mtDNA. Nucleic Acids Res., 1993; 21(12): 2801–2808. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
46.Laruson AJ. . Rates and relations of mitochondrial genome evolution across the Echinoidea, with special focus on the superfamily Odontophora. Ecol. Evol., 2017; 7(13): 4543–4551. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
47.Cantatore P, Roberti M, Rainaldi G et al. The complete nucleotide sequence, gene organization, and genetic code of the mitochondrial genome of Paracentrotus lividus. J. Biol. Chem., 1989; 264(19): 10965–10975. [PubMed] [Google Scholar]
48.Wakayama N, Kiyono Y, Matsumoto N et al. Effective DNA extraction methods for mitochondrial phylogenomics of the sea urchins. Zoosymposia, 2019; 15(1): 192–202. [Google Scholar]
49.Li C, Wu G, Fu W et al. The complete mitochondrial genome of Diadema setosum (Aulodonta: diadematidae). Mitochondrial DNA B, 2016; 1(1): 873–874. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
50.Li C, Wu G, Fu W et al. The complete mitochondrial genome of Echinothrix diadema (Diadematacea: Diadematidae). NCBI. 2016; https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nucleotide/NC_033522.1. [DOI] [PMC free article] [PubMed]
51.Kroh A, Bronstein O. . Eucidaris tribuloides voucher SIO-BIC E6742 mitochondrion, complete genome. NCBI. 2020; https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/MH614962.1.
52.Sun X-J, Li Q, Kong L-F. . Comparative mitochondrial genomics within sea cucumber (Apostichopus japonicus): Provide new insights into relationships among color variants. Aquaculture, 2010; 309(1–4): 280–285. [Google Scholar]
53.Rodriguez A, Hernandez JC, Clement S et al. A new species of Diadema (Echinodermata: Echinoidea: Diadematidae) from the eastern Atlantic Ocean and a neotype designation of Diadema antillarum (Philippi, 1845). Zootaxa, 2013; 3636(1): 144–170. [PubMed] [Google Scholar]
54.Hernandez JC, Clemente S, Sangil C et al. Actual status of the sea urchin Diadema aff. antillarum populations and macroalgal cover in the marine protected areas comparing to a highly fished area (Canary Islands-Eastern Atlantic Ocean). Aquat. Conserv. Mar. Freshw. Res., 2008; 66: 259–270. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
55.Majeske AJ, Mercado Capote AJ, Komissarov A et al. Supporting data for “The first complete mitochondrial genome of Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae)”. GigaScience Database, 2022; 10.5524/102326. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

GigaByte. 2022 Nov 22;2022:gigabyte73. [Article in Spanish]

El primer genoma mitocondrial completo de Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae)

Abstract

El genoma mitocondrial del erizo de mar negro de espinas largas, Diadema antillarum, se secuenció utilizando la tecnología de secuenciación de nueva generación de Illumina. El mitogenoma completo tiene un tamaño de 15,708 pb, que contiene dos ARNr, 22 ARNt y 13 genes codificadores de proteínas, además de una región de control no codificante de 133 pb. La composición de nucleótidos es 18.37% G, 23.79% C, 26.84% A y 30.99% T. El sesgo A+T es del 57.84%. El análisis filogenético basado en 12 genomas mitocondriales completos de erizos de mar, incluyendo cuatro especies de la familia Diadematidae, apoya la monofilia familiar. Sin embargo, las dos especies de Diadema en este estudio, D. antillarum y D. setosum no fueron identificadas como taxones hermanos.

Descripción de los datos

El erizo de mar negro de espinas largas, Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae; NCBI:txid105358; urn:lsid:marinespecies.org:taxname:124332), es un invertebrado marino bentónico que habita en las aguas poco profundas del océano Atlántico y el mar Caribe. Es un herbívoro importante y una especie clave que ayuda a mantener saludables los sistemas de arrecifes de coral a lo largo de sus hábitats marinos costeros [1–9]. Diadema antillarum fue abundante a consecuencia del impacto humano en la sobreexplotación de peces herbívoros más grandes y la desaparición de vertebrados más grandes. Junto con otros peces herbívoros más pequeños, servían como los principales herbívoros manteniendo la salud del sistema de arrecifes dominado por corales, hasta mediados de la década de 1980 [9–11]. Después del histórico evento de mortandad de esta especie en 1983–84, que presumiblemente fue causado por un patógeno desconocido transmitido por el agua, se produjeron repetidos eventos de mortandad en la década de 1990 hasta la actualidad [12]. Estos eventos han diezmado y aniquilado poblaciones en algunas localidades del Caribe [13–15]. Los esfuerzos de monitoreo y recuperación han sido prometedores, pero es probable que ocurran más eventos de mortandad a medida que continúe el cambio climático global [16–18].

Contexto

Al momento, solo se han descrito unos pocos genes en el genoma mitocondrial de D. antillarum, incluídas secuencias parciales de COI, COII y ATP6, así como secuencias ensambladas de ATP8 y ARNt^Lys [19, 20]. Se han completado más de 40 genomas mitocondriales de diferentes especies de erizos de mar, incluyendo sólo tres especies dentro de la familia Diadematidae, que contienen 12 géneros en total. De estas especies, ambas especies del género Echinothrix tienen genomas mitocondriales completos además de una de las siete especies dentro del género Diadema, específicamente D. setosum. Aquí, reportamos el genoma mitocondrial completo de D. antillarum y exploramos la utilidad de los genomas mitocondriales completos para colocar a D. antillarum filogenéticamente en el árbol de Diadematidae.

Métodos

Recolección de muestras y extracción de ADN

Un erizo de mar adulto fue recolectado en Puerto Rico (18^°20′35.2′′N 67^°15′40.5′′W). Se extrajo una muestra que contenía celomocitos enteros del animal a través de la linterna de Aristóteles utilizando una aguja estéril de calibre 23 conectada a una jeringa de 5 ml. El animal fue fotografiado y regresado a su hábitat en el sitio de recolección. No se conservó como un espécimen de libre acceso para este estudio. La muestra se mantuvo en hielo durante su transporte a la Universidad de Puerto Rico Mayagüez (UPRM). El ADN total se extrajo de los celomocitos utilizando un kit de sangre y tejido DNeasy^® (Qiagen, Inc.) según las instrucciones de la compañía. La calidad y la concentración del ADN de la muestra se evaluaron utilizando un espectrofotómetro NanoDrop 2000 (ThermoFisher Scientific) antes del envío para su secuenciación en el laboratorio Psomagen (Macrogen USA) en Rockville, MD, EUA. La aprobación para la recolección de muestras se obtuvo del Departamento de Recursos Naturales y Ambientales de Puerto Rico (O-VS-PVS15-AG-00046-01082018).

Secuenciación y análisis bioinformático

Para preparar la muestra de ADN para la secuenciación, se generó una biblioteca de secuencias utilizando un kit de preparación de biblioteca TruSeq^® DNA PCR Free (350) (Illumina, Inc.). La verificación de calidad y cuantificación de las bibliotecas se realizó utilizando un Bioanalizador. Luego la plataforma Illumina HiSeq 2500 generó lecturas de secuencia en pares con 151-pares de base (pb). El secuenciador produjo un total de 60,8 Gpb y 402, 874, 618 lecturas de extremo pareado, de las cuales el 88.21% tenía una puntuación de calidad de ≥Q30.

Los secuencias crudas candidatas para el genoma mitocondrial se extrajeron bioinformáticamente utilizando el software Cookiecutter2 del conjunto de datos completos producidos por Illumina que representan los genomas nuclear y mitocondrial [21, 22]. Las lecturas se recortaron utilizando un programa personalizado llamado v2trim [22].

Subsiguientemente, la lista de k-mers se formó en dos etapas. Primero, utilizamos el genoma de referencia más conocido de erizos de mar (Strongylocentrotus purpuratus, NC_001453.1 [23]) para ensamblar el borrador de contigs del ADNmt de D. antillarum utilizando el ensamblador del genoma SPAdes v3.15.4 (RRID: SCR_000131) [24]. Los contigs ensamblados fueron buscados en la interfaz web BLAST del Centro Nacional de Información Biotecnológica (NCBI, por sus siglas en inglés) [25] para encontrar la secuencia de referencia más cercana que coincidió con la especie Echinothrix diadema, con el número de acceso KX385836.1. En la segunda etapa, construímos la lista de k-mer usando ésta secuencia de referencia más cercana. Las secuencias extraídas se ensamblaron con SPAdes utilizando parámetros predeterminados. Para verificar la calidad del ensamblaje, se alinearon las secuencias extraídas al ensamblaje del ADNmt completo con BWA-MEM2 (RRID:SCR_022192) utilizando los parámetros predeterminados [26, 27]. La gráfica de cobertura se calculó con bedtools genomecov con parámetros –d y –split (BEDTools RRID:SCR_006646) [28]. Además, se generó una tabla de datos de cobertura por base con la herramientas de análisis de datos de NGS proporcionadas en el programa de software Unipro UGENE [29]. Se generó un gráfico de esta tabla de datos en Microsoft Excel (2019) presentada como Figura 1. Finalmente, el inicio del ensamblaje se rotó a la posición de tRNA-Phe. Después del ensamblaje, se realizó una anotación en línea utilizando el servidor web MITOS [30] seguida de una verificación manual de cada ARN y proteína predichos. Los resultados de esta anotación se utilizaron para generar un mapa mitocondrial en Geneious Prime v2022.1.1 (Figura 2) [31]. Las secuencias extraídas, los archivos de cobertura de bam y la lista de comandos reproducibles están disponibles en nuestro repositorio de GitHub [32].

Figura 1. — Mapa de cobertura de ensamblaje del mitogenoma de *Diadema antillarum*.

Se generó una tabla de datos de cobertura por base utilizando Unipro UGENE. Este gráfico se generó en Microsoft Excel (2019). El eje X muestra la posición de las bases de la secuencia del mitogenoma. El eje Y muestra la cobertura en esa base. El tamaño del mitogenoma es de 15.708 pb.

Figura 2. — Mapa del genoma mitocondrial de *Diadema antillarum*.

Las formas de flecha están coloreadas para indicar genes de ARNt (azul), genes de ARNr (rojo) y genes codificadores de proteínas (verde). La forma rectangular negra se refiere a la región de control no codificante o bucle D. Las direcciones de las flechas indican la dirección de transcripción en la hebra H (la flecha apunta a la derecha) y la hebra L (la flecha apunta a la izquierda). El mapa se generó en Geneious Prime v2022.1.1. La imagen animal es el espécimen utilizado para el muestreo en este estudio. Imagen tomada por Alejandro Mercado Capote.

Análisis filogenético

La alineación de secuencias y el análisis filogenético se construyeron en MEGA v11.0.11 [33]. El análisis incluyó los genomas mitocondriales completos de 12 especies representativas de los órdenes Camarodonta (familias Temnopleuridae, Echinometridae y Parechinidae), Arbacioida (familia Arbaciidae), Temnopleuroida (familia Toxopneustidae), Cidaroida (familia Cidaridae), Echinoida (familia Strongylocentrotidae) y Diadematoida (familia Diadematidae), más el pepino de mar, Apostichopus japonicus. Se implementó MUSCLE como método de alineación utilizando los parámetros predeterminados en el programa MEGA11. Para generar una matriz de identidad de secuencia de las secuencias alineadas se utilizó otro editor de alineación de secuencias, BioEdit [34]. Realizamos un análisis IQ-TREE para determinar el modelo de sustitución más adecuado entre las secuencias del mitogenoma [35]. Se generó un árbol de máxima verosimilitud (ML, por sus siglas en inglés) con las secuencias de ADN de nucleótidos del mitogenoma de las 12 especies de erizo de mar y el pepino de mar incluí tiempo general reversible do como grupo externo. Para el análisis filogenético, elegimos un modelo completo de parámetros que resultó en ramas que contenían los mejores valores sustentados de “bootstrap” (de 500 iteraciones de “bootstrap”) para el árbol de consenso resultante. El árbol ML se generó utilizando un modelo de evolución Tamura-Nei [36]. Se utilizó una distribución gamma discreta para modelar las diferencias de tasa evolutiva entre las posiciones genómicas (cinco categorías (+G, parámetro = 0,3129)). Los árboles iniciales para la búsqueda heurística se obtuvieron automáticamente aplicando los algoritmos Neighbor-Join y BioNJ a una matriz de distancias por pares estimadas utilizando el modelo Tamura-Nei, y luego el árbol ML se generó seleccionando la topología con probabilidad logarítmica superior. Se realizaron alineamientos de secuencias adicionales y análisis filogenéticos en las secuencias disponibles para Echinothrix spp. y Diadema spp. para cada uno de los tres genes: ARN ribosómico 16S (secuencia parcial), la subunidad 1 de la citocromo oxidasa (CO1) (secuencia codificante parcial) y genes de ATPasa (incluyendo parte de la secuencia codificante del gen de la subunidad 6 de la ATP sintetasa, la secuencia parcial del gen tRNA-Lys, la secuencia codificante completa del gen ATP8 y parte de la secuencia codificante del gen ATP6). Para estos análisis adicionales, se generó una alineación MUSCLE utilizando los parámetros predeterminados en MEGA11. Además, se extrajeron las porciones del mitogenoma para E. diadema (KX385836), D. setosum (KX385835) y D. antillarum (este estudio) que correspondían a cada gen, generando una alineación inicial utilizando secuencias disponibles de los mismos géneros para cada uno de los tres genes. Se obtuvo un árbol de ML para cada gen utilizando un modelo “bootstraped” (500 iteraciones) de tiempo general reversible (GTR, por sus siglas en inglés) con tasas de sustitución invariantes (I) entre los nucleótidos. Los árboles iniciales se obtuvieron aplicando los algoritmos Neighbor-Join y BioNJ a una matriz de distancias por pares estimadas utilizando el modelo Tamura-Nei, y luego se generó el árbol ML seleccionando la topología con un valor de probabilidad logarítmica superior.

Validación de datos y control de calidad

Características del mitogenoma

El mitogenoma circular de D. antillarum tiene un tamaño de 15,708 pb, que comprende dos genes de ARNr, 22 genes de ARNt, una región de control no codificante y 13 genes codificadores de proteínas que son comunes en otros equinodermos, así como el orden de los genes [37–39]. La mayoría de los genes están codificados en la cadena H, excepto un gen codificador de proteínas, ND6, y cinco genes de ARNt, incluidos el ARNt^Gln, el ARNt^Ala, el ARNt^{V al}, el ARNt^Asp y elARNt^Ser, que están codificados en la cadena L [40]. La mayoría de los genes codificadores de proteínas utilizan el codón de inicio ATG, con la excepción de ATP8, que comienza con GTG. La longitud de los genes de ARNr es de 896 pb para el ARNr 12S y de 1,555 pb para el ARNr 16S. La región de control es de 133 pb y contiene la repetición G típica que se encuentra en otros equinodermos. Esta región no codificante se encuentra en las bases en las posiciones 1,111 a 1,243, y se encuentra entre los genes tRNA^Thr y tRNA^Pro.

La composición de los nucleótidos para el mitogenoma de D. antillarum se calculó en MEGA11 como 1.37% G, 23.79% C, 26.84% A y 30.99% T. El sesgo A + T también se calculó en MEGA, para D. antillarum es de 57.84%, ligeramente inferior, pero comparable con el de D. setosum, que es de 58.19%. En comparación con las otras dos especies de la familia Echinodrix a la que D. antillarum pertenece, el sesgo A + T en el mitogenoma de D. antillarum es ligeramente superior al de E. diadema (57.61%) y E. calamaris (56.43%). No obstante, cuando se compara con especies en diferentes órdenes, el sesgo mitocondrial A + T de D. antillarum suele ser menor que otras especies en los siguientes órdenes: Cidaroida (Stylocidaris reini, 59.93%; Prionocidaris baculosa, 59.14%; Eucidaris tribuloides, 59.70%), Camarodonta (Echinometra mathaei, 59.21%; Heterocentrotus mamillatus, 58.91%; Heliocidaris crassispina, 58,89%), y Echinoida (Strongylocentrotus droebachiensis, 58.96%; S. intermedius, 58.92%; S. purpuratus, 58.98%).

Árbol filogenético

El árbol consenso de ML con “bootstrap” se muestra en la Figura 3. Esto se dedujo de 500 réplicas a través de la agrupación de los taxones asociados [41]. Los resultados del análisis IQ-TREE indicaron que el mejor modelo de sustitución fue el modelo más completo probado, el modelo GTR+F+R2 (modelo reversible entiempo general con tasas desiguales y frecuencia base desigual con modelo de heterogeneidad de tasas FreeRate) [42]. Los resultados de esta prueba incluyeron un árbol de ML que carecía de un análisis “bootstrap”, que está disponible en GitHub [32]. Además, se generó un árbol de ML en el programa MEGA11 utilizando el modelo de evolución GTR sugerido con tasas de sustitución invariantes (o desiguales) entre sitios. Los dos árboles de consenso ML resultantes de MEGA11, más el árbol ML generado por el análisis IQ-TREE, tenían topologías idénticas con respecto a las especies dentro de la familia Diadematidae. De los dos árboles ML “bootstrap” producidos en MEGA, el árbol presentado en este estudio tendió a mostrar valores de “bootstrap” más altos para todas las ramas dentro del árbol.

La topología del árbol mostrada en este estudio indicó que D. antillarum estaba más estrechamente relacionado con E. diadema que con D. setosum. El siguiente taxón más estrechamente relacionado con estos tres fue E. calamaris. Para E. diadema, E. calamaris y D. setosum, el tamaño de estos genomas mitocondriales es de 15,712 pb, 15,716 pb y 15,708 pb, respectivamente. Un estudio previo reportó el mitogenoma completo de D. setosum e incluyó un árbol filogenético ML con un clado hermano altamente sustentado (valor de “bootstrap” de 100) que contiene dos taxones: E. diadema y D. setosum [49]. Además, los resultados de nuestra matriz de identidad de secuencia de mitogenomas entre D. antillarum y E. diadema fueron 96.7% idénticos, mientras que D. antillarum vs. D. setosum o D. antillarum vs. E. calamaris tuvieron 86.3% y 80% de identidad, respectivamente. Además, los mitogenomas entre E. diadema y D. setosum fueron 86.2% idénticos en secuencia. Esto podría sugerir que la mayor similitud general entre D. antillarum y E. diadema, en comparación con D. setosum, podría estar asociada con el mayor sesgo A + T en el mitogenoma. Sin embargo, las secuencias del mitogenoma de E. diadema y D. setosum se generaron a partir de especímenes recolectados en el Mar del Sur de China por el mismo grupo de investigación [49, 50]. Dado que hay otras especies de Diadema en el Mar del Sur de China que son morfológicamente similares a E. diadema (incluyendo D. setosum y D. savignyi), el mitogenoma reportado de E. diadema puede haber sido muestreado de una especie de Diadema, es decir, D. savignyi. Desafortunadamente, el mitogenoma de D. savignyi no se ha completado o no está disponible. No obstante, para proporcionar evidencia de esta afirmación, realizamos un análisis de secuencia para tres genes adicionales (16S, ATPasa y CO1) para los datos disponibles de especies de los géneros Echinothrix y Diadema. Los resultados de las topologías de árbol para los tres genes indican que las secuencias genéticas específicas extraídas del mitogenoma de E. diadema están más estrechamente relacionadas con la secuencia genómica obtenida de Diadema sp. en lugar de los de Echinothrix sp. (Figuras 4, 5 y 6). En particular, las secuencias genéticas específicas extraídas del mitogenoma de E. diadema se localizaron como un clado hermano con D. savignyi (ver Figuras 4–6), que se colocó junto a un grupo más grande de clados que incluía D. africanum (ver Figura 4), D. antillarum (ver Figuras 4–6) D. mexicanum (véase la Figura 4) y D. setosum (véase la Figuras 4–6). Esto se relacionó más lejanamente con las agrupaciones de clados que incluían E. diadema (ver Figura 4) y E. calamaris (ver Figuras 4–6).

Figura 4. — Análisis filogenético de secuencias de ARN ribosómico 16S para *Diadema y Echinothrix* spp.

Un árbol de consenso de máxima verosimilitud de secuencias genéticas parciales para 19 secuencias de *Diadema y Echinothrix* spp. más *Eucidaris tribuloides* como un grupo externo. Se extrajo una sección del mitogenoma para *E. diadema* (KX385836), *D. setosum* (KX385835), *D. antillarum* (10.02.2022) y *E. tribuloides* (ETRI 00-1) que correspondía al gen 16S generando un alineamiento inicial. Para ello, las secuencias específicas del gen E. *calamaris* 16S se alinearon con todo el mitogenoma de *E. tribuloides* y *E. diadema*. Luego, las secuencias específicas del gen *D. setosum y D. savignyi* para 16S se alinearon con todo el mitogenoma de *E. tribuloides* y *D. antillarum*. Por último, las secuencias específicas del gen D. *setosum* enumeradas en el árbol se alinearon con todo el mitogenoma de *E. tribuloides* y *D. setosum*. El resto del mitogenoma de cada especie se recortó para reflejar solo la porción perteneciente a la secuencia del gen 16S. Por lo tanto, los taxones en el árbol llamado Diadema antillarum mtDNA 10.02.2022, Echinothrix diadema KX385836=NC 033523, Diadema setosum KX38535=NC 033522 y Eucidaris tribuloides aislado ETRI 00-1 MH614961=NC 050252 incluir solo las secuencias del gen 16S. Las longitudes de las ramas se igualan y no incluyen los tiempos de divergencia evolutiva. Los valores de soporte de Bootstrap se incluyen en las ramas del árbol.

Figura 5. — Análisis filogenético de los genes ATPasa para *Diadema y Echinothrix* spp.

En el análisis se incluyeron el gen de la subunidad 6 de la ATP sintasa (secuencia codificante parcial) y el gen de la subunidad 8 de la ATP sintasa (secuencia codificante completa), así como el gen tRNA-Lys (secuencia parcial), que se incluyó en algunos de los taxones. Se muestra un árbol de consenso de máxima verosimilitud para 16 secuencias de *Diadema y Echinothrix* spp. más *Eucidaris tribuloides* como un grupo externo. Se extrajo una sección del mitogenoma para *E. diadema* (KX385836), *D. setosum* (KX385835), *E. calamaris* (KNZ-KUC07), *D. antillarum* (10.02.2022) y *E. tribuloides* (ETRI 00-1) que correspondía al gen específico generando un alineamiento inicial. Para hacer esto, las secuencias específicas del gen E. calamaris enumeradas en el árbol se alinearon con los mitogenomas completos de *E. tribuloides*, *E. diadema* y *E. calamaris*. Luego, las secuencias específicas del gen en *D. antillarum* enumeradas en el árbol se alinearon con todo el mitogenoma de *E. tribuloides* y *D. antillarum*. Por último, las secuencias específicas del gen *D. setosum* enumeradas en el árbol se alinearon con todo el mitogenoma de *E. tribuloides* y *D. setosum*. El resto del mitogenoma de cada especie se recortó para reflejar solo la porción perteneciente a las secuencias del gen ATPasa. Así, los taxones del árbol denominados *Diadema antillarum* mtDNA 10.02.2022, *Echinothrix diadema* KX385836=NC 033523, *Diadema setosum* KX38535=NC 033522, *Echinothrix calamaris* KNZ-KUC07 MK609484=NC050274 y Eucidaris tribuloides aislado ETRI 00-1 MH614961=NC 050252 incluir únicamente las secuencias del gen ATPasa. Las longitudes de las ramas se igualan y no incluyen los tiempos de divergencia evolutiva. Los valores de soporte de Bootstrap se incluyen en las ramas del árbol.

Figura 6. — Análisis filogenético de los genes de la citocromo oxidasa 1 (*CO1*) para *Diadema y Echinothrix* spp.

Se muestra un árbol de consenso de máxima verosimilitud para 15 secuencias de codificación parcial de *Diadema y Echinothrix* spp. más *Eucidaris tribuloides* como un grupo externo. Se extrajo una sección del mitogenoma para *E. diadema* (KX385836), *E. calamaris* (KNZ-KUC07), *D. antillarum* (10.02.2022) y *E. tribuloides* (ETRI 00-1) que correspondía al gen *CO1* generando un alineamiento inicial. Para hacer esto, las secuencias específicas del gen *E. calamaris* enumeradas en el árbol se alinearon con todo el mitogenoma de *E. tribuloides*, *E. diadema* y *E. calamaris*. Por separado, las secuencias específicas del gen *D. antillarum* enumeradas en el árbol se alinearon con todo el mitogenoma de *E. tribuloides* y *D. antillarum*. El resto del mitogenoma de cada especie se recortó para reflejar solo la porción perteneciente a la secuencia del gen *CO1*. Así, los taxones del árbol denominado *Diadema antillarum* mtDNA 10.02.2022, *Echinothrix calamaris* KNZ-KUC07 MK609484=NC050274, Echinothrix diadema KX385836=NC 033523 y *Eucidaris tribuloides* aislado ETRI 00-1 MH614961=NC 050252 incluir únicamente las secuencias del gen *CO1*. Las longitudes de las ramas se igualan y no incluyen los tiempos de divergencia evolutiva. Los valores de soporte de Bootstrap se incluyen en las ramas del árbol.

Además, es importante tener en cuenta que los rangos de hábitat de E. diadema y D. setosum se encuentran en la región del Indo-Pacífico, que es distinta del rango de hábitat de D. antillarum que se encuentra típicamente en el Océano Atlántico occidental, el Mar Caribe, las costas tropicales de América del Sur hasta Brasil y desde Bermudas hasta Florida. Una nueva subespecie de D. antillarum, llamada D. antillarum ascensionis, ha sido identificada en el Atlántico oriental, que es similar a la especie del Atlántico medio de D. antillarum [53]. Esta nueva subespecie también es similar a D. africanum que se encuentra en las islas atlánticas orientales, desde las islas Madeira hasta el Golfo de Guinea, incluyendo Salvage, Canarias, Cabo Verde [54] y Santo Tomé y las islas Sâo Sâo [19]. A pesar de que D. antillarum ha estado repoblando áreas que han extendido su área de distribución, no tenemos conocimiento de ninguna migración de D. africanum tan al oeste como Puerto Rico, en el Mar Caribe. Además, al identificar el espécimen antes de la recolección para este estudio, carecía de los iridóforos, típicos de D. africanum, que son visibles a la luz del sol. Si bien el análisis de la secuencia ATPasa presentado en este estudio refleja que hay similitudes en estas secuenciasentre D. antillarum, D. africanum y D. mexicanum, la secuencia del gen ATPasa que se extrajo del mitogenoma utilizado en este análisis se parece más a la de otro D. antillarum (ver Figura 4). Por lo tanto, creemos que las especies utilizadas en este estudio fueron identificadas correctamente. Sin embargo, a medida que se disponga de secuencias adicionales del mitogenoma, el árbol filogenético que describe las relaciones entre géneros dentro de Diadematidae debería volverse más completo.

Potencial de reutilización

Estos resultados pueden proveer una idea de los eventos de dispersión y especiación de la familia Diadematidae. Sin embargo, se necesitan más datos de otros géneros para llegar a más conclusiones sobre la evolución y adaptación de este linaje familiar. La secuencia del mitogenoma producida aquí puede servir como secuencia de referencia para esta especie de erizo de mar. Además, las secuencias nucleares generadas en este proyecto se incluirán en un estudio más amplio para ensamblar el genoma completo de esta especie. Con la importancia de D. antillarum para mantener la salud y la estructura actual del resto de las costas dominadas por corales frente al cambio climático global, será importante incluir la genética de esta especie en futuros estudios de conservación y genética de poblaciones.

Agradecimientos

Los autores desean agradecer a Heidi D. Morales Díaz por su ayuda con la recolección de muestras de animales.

Funding Statement

El financiamiento para el proyecto fue proporcionado por fondos iniciales otorgados a Tarás Oleksyk por la Universidad de Oakland.

Disponibilidad de datos

La secuencia del genoma mitocondrial ha sido depositada en DDBJ/ENA/GenBank bajo el número de acceso ON725136. Los datos están vinculados a los números NCBI BioProject y BioSample PRJNA839760 y SAMN28553754, respectivamente. Todos los archivos intermedios están disponibles en el repositorio GigaDB [55].

Declaraciones

Lista de abreviaturas

PA: par de bases; Gbp: pares gigabase; GTR: tiempo general reversible; ML: máxima verosimilitud.

Aprobación ética

La aprobación para la recolección de muestras de erizo de mar se obtuvo del Departamento de Recursos Naturales y Ambientales de Puerto Rico (O-VS-PVS15-AG-00046-01082018).

Consentimiento para la publicación

No aplica.

Conflicto de intereses

Los autores declaran que no tienen intereses contrapuestos.

Financiación

El financiamiento para el proyecto fue proporcionado por fondos iniciales otorgados a Tarás Oleksyk por la Universidad de Oakland.

Referencias

1.Liddell WD, Ohlhorst SL. . Changes in benthic community composition following the mass mortality of Diadema at Jamaica. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 1986; 95(3): 271–278. [Google Scholar]
2.Hughes TP, Reed DC, Boyle M-J. . Herbivory on coral reefs: Community structure following mass mortalities of sea urchins. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 1987; 113: 39–59. [Google Scholar]
3.Carpenter RC. . Mass mortality of a Caribbean sea urchin: Immediate effects on community metabolism and other herbivores. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1988; 85: 511–514. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
4.Carpenter RC. . Mass mortality of Diadema antillarum—I. Long-term effects on sea urchin population dynamics and coral reef algal communities. Mar. Biol., 1990; 104: 67–77. [Google Scholar]
5.Hughes TP. . Catastrophes, phase shifts, and large-scale degradation of a Caribbean coral reef. Science, 1994; 265: 1547–1551. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
6.Ferrari Legorreta R. . Building resilience of Caribbean coral reefs to macroalgal phase shifts: Identifying key habitat features. PhD Thesis, School of Biological Sciences, The University of Queensland, Australia. 2012; https://espace.library.uq.edu.au/view/UQ:298060.
7.Vega Thurber R, Burkepile DE, Correa AMS et al. Macroalgae decrease growth and alter microbial community structure of the reef-building coral, Porites astreoides. PLoS One, 2012; 7(9): e44246. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
8.Burkepile DE, Allgeier JE, Shantz AA et al. Nutrient supply from fishes facilitates macroalgae and suppresses corals in a Caribbean coral reef ecosystem. Sci. Rep., 2013; 3: 1493. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
9.Steneck RS. . Sea urchins as drivers of shallow water benthic community structure. In: Lawrence JM. (ed.), Sea Urchins: Biology and Ecology. San Diego, CA: Academic Press, 2020; pp. 195–212. [Google Scholar]
10.Jackson JBC. . What was natural in the coastal oceans? Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98(10): 5411–5418. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
11.Pandolfi JM, Bradbury RH, Sala E et al. Global trajectories of the long-term decline of coral reef ecosystems. Science, 2003; 301(5635): 955–958. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
12.Diadema Response Network . https://www.agrra.org/sea-urchin-die-off/. Accessed 24 May 2022.
13.Lessios HA. . Diadema antillarum 10 years after mass mortality: Still rare, despite help from a competitor. Proc. R. Soc. B. Biol. Sci., 1995; 259: 331–337. [Google Scholar]
14.Lessios HA, Kessing BD, Robertson DR. . Massive gene flow across the world’s most potent marine biogeographic barrier. Proc. R. Soc. B, 1998; 265(1396): 583–588. [Google Scholar]
15.Lessios HA. . The Great Diadema antillarum Die-Off: 30 Years Later. Ann. Rev. Mar. Sci., 2016; 8: 267–283. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
16.Hylkema A, Debrot AO, Pistor M et al. High peak settlement of Diadema antillarum on different artificial collectors in the Eastern Caribbean. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 2022; 549: 151693. [Google Scholar]
17.Pilnick AR, O’Neil KL, Moe M et al. A novel system for intensive Diadema antillarum propagation as a step towards population enhancement. Sci. Rep., 2021; 11(1): 1–13. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
18.Williams SM. . The reduction of harmful algae on Caribbean coral reefs through the reintroduction of a keystone herbivore, the long-spined sea urchin Diadema antillarum. Restor. Ecol., 2022; 30(1): e13475. [Google Scholar]
19.Lessios HA, Kessing BD, Pearse JS. . Population structure and speciation in tropical seas: global phylogeography of the sea urchin Diadema. Evolution, 2001; 55(5): 955–975. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
20.Collin R, Venera-Ponton DE, Driskell AC et al. DNA barcoding of echinopluteus larvae uncovers cryptic diversity in neotropical echinoids. Invertebr. Biol., 2020; 139(2): e12292. doi: 10.1111/ivb.12292. [DOI] [Google Scholar]
21.Starostina E, Tamazian G, Dobrynin P et al. Cookiecutter: a tool for kmer-based read filtering and extraction. bioRxiv. 2015; 024679. 10.1101/024679. [DOI]
22.aglabx . Cookiecutter github repository. 2022; https://github.com/aglabx/Tools.
23.Jacobs HT, Elliott DJ, Math VB et al. Nucleotide sequence and gene organization of sea urchin mitochondrial DNA. J. Mol. Biol., 1988; 202(2): 185–217. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
24.Bankevich A, Nurk S, Antipov D et al. SPAdes: a new genome assembly algorithm and its applications to single-cell sequencing. J. Comp. Biol., 2012; 19(5): 455–477. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
25.National Center for Biotechnology Information (NCBI) . Basic Local Alignment Search Tool (BLAST). https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi. Accessed 10 January 2022.
26.Li H. . Aligning sequence reads, clone sequences and assembly contigs with BWA-MEM. 2013; arXiv preprint 1303.3997.
27.Li H. . BWA-MEM2 github repository. 2021; https://github.com/bwa-mem2/bwa-mem2.
28.Quinlan AR, Hall IM. . BEDTools: a flexible suite of utilities for comparing genomic features. Bioinformatics, 2010; 26(6): 841–842. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
29.Okonechnikov K, Golosova O, Fursov M et al. Unipro UGENE: a unified bioinformatics toolkit. Bioinformatics, 2012; 28(8): 1166–1167. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
30.University of Leipzig. MITOS web server . http://mitos.bioinf.uni-leipzig.de/index.py. Accessed 29 Apr 2022.
31.Kearse M, Moir R, Wilson A et al. Geneious Basic: An integrated and extendable desktop software platform for the organization and analysis of sequence data. Bioinformatics, 2012; 28(12): 1647–1649. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
32.aglabx . Assembly of Diadema antillarum mtDNA. 2022; https://github.com/aglabx/mtDNA_assembly/tree/master/Diadema_anthilarum.
33.Tamura K, Stecher G, Kumar S. . MEGA11: Molecular evolutionary genetics analysis version 11. Mol. Biol. Evol., 2021; 38(7): 3022–3027. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
34.Hall TA. . BioEdit: A user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucleic Acids Symp. Ser., 1999; 41: 95–98. [Google Scholar]
35.Nguyen LT, Schmidt HA, von Haeseler A et al. IQ-TREE: A fast and effective stochastic algorithm for estimating maximum-likelihood phylogenies. Mol. Biol. Evol., 2015; 32(1): 268–274. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
36.Tamura K, Nei M. . Estimation of the number of nucleotide substitutions in the control region of mitochondrial DNA in humans and chimpanzees. Mol. Biol. Evol., 1993; 10: 512–526. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
37.Bronstein O, Kroh A. . The first mitochondrial genome of the model echinoid Lytechinus variegatus and insights into Odontophoran phylogenetics. Genomics, 2018; 111(4): 710–718. doi: 10.1016/j.ygeno.2018.04.008. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
38.Ketchum RN, DeBiasse MB, Ryan JF et al. The complete mitochondrial genome of the sea urchin, Echinometra sp. EZ. Mitochondrial DNA B, 2018; 3(2): 1225–1227. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
39.De Giorgi C, Martiradonna A, Lanave C et al. Complete sequence of the mitochondrial DNA in the sea urchin Arbacia lixula: conserved features of the echinoid mitochondrial genome. Mol. Phylogenet. Evol., 1996; 5: 323–332. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
40.Bernt M, Donath A, Jühling F et al. MITOS: improved de novo metazoan mitochondrial genome annotation. Mol. Phylogenet. Evol., 2013; 69(2): 313–319. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
41.Felsenstein J. . Confidence limits on phylogenies: An approach using the bootstrap. Evolution, 1985; 39: 783–791. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
42.Tavaŕe S. . Some probabilistic and statistical problems in the analysis of DNA sequences. Lect. Math. Life Sci., 1986; 17: 57–86. [Google Scholar]
43.Jung G, Lee Y-H. . Molecular phylogeny and mitochondrial DNA sequence evolution of Strongylocentrotidae, Echinoida. NCBI. 2013; https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/KC479025.1/. [DOI] [PubMed]
44.Valverde JR, Marco R, Garesse R. . A conserved heptamer motif for ribosomal RNA transcription termination in animal mitochondria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994; 91(12): 5368–5371. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
45.Qureshi SA, Jacobs HT. . Two distinct, sequence-specific DNA-binding proteins interact independently with the major replication pause region of sea urchin mtDNA. Nucleic Acids Res., 1993; 21(12): 2801–2808. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
46.Laruson AJ. . Rates and relations of mitochondrial genome evolution across the Echinoidea, with special focus on the superfamily Odontophora. Ecol. Evol., 2017; 7(13): 4543–4551. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
47.Cantatore P, Roberti M, Rainaldi G et al. The complete nucleotide sequence, gene organization, and genetic code of the mitochondrial genome of Paracentrotus lividus. J. Biol. Chem., 1989; 264(19): 10965–10975. [PubMed] [Google Scholar]
48.Wakayama N, Kiyono Y, Matsumoto N et al. Effective DNA extraction methods for mitochondrial phylogenomics of the sea urchins. Zoosymposia, 2019; 15(1): 192–202. [Google Scholar]
49.Li C, Wu G, Fu W et al. The complete mitochondrial genome of Diadema setosum (Aulodonta: diadematidae). Mitochondrial DNA B, 2016; 1(1): 873–874. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
50.Li C, Wu G, Fu W et al. The complete mitochondrial genome of Echinothrix diadema (Diadematacea: Diadematidae). NCBI. 2016; https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nucleotide/NC_033522.1. [DOI] [PMC free article] [PubMed]
51.Kroh A, Bronstein O. . Eucidaris tribuloides voucher SIO-BIC E6742 mitochondrion, complete genome. NCBI. 2020; https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/MH614962.1.
52.Sun X-J, Li Q, Kong L-F. . Comparative mitochondrial genomics within sea cucumber (Apostichopus japonicus): Provide new insights into relationships among color variants. Aquaculture, 2010; 309(1–4): 280–285. [Google Scholar]
53.Rodriguez A, Hernandez JC, Clement S et al. A new species of Diadema (Echinodermata: Echinoidea: Diadematidae) from the eastern Atlantic Ocean and a neotype designation of Diadema antillarum (Philippi, 1845). Zootaxa, 2013; 3636(1): 144–170. [PubMed] [Google Scholar]
54.Hernandez JC, Clemente S, Sangil C et al. Actual status of the sea urchin Diadema aff. antillarum populations and macroalgal cover in the marine protected areas comparing to a highly fished area (Canary Islands-Eastern Atlantic Ocean). Aquat. Conserv. Mar. Freshw. Res., 2008; 66: 259–270. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
55.Majeske AJ, Mercado Capote AJ, Komissarov A et al. Supporting data for “The first complete mitochondrial genome of Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae)”. GigaScience Database, 2022; 10.5524/102326. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

GigaByte. 2022 Nov 22;2022:gigabyte73. [Article in Ukrainian]

Перший повний мітохондріальний геном виду Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae)

Abstract

Мітохондріальний геном довгооспинного чорного їжаҡа Diadema antillarum прочитано і сҡладено за допомогою технології сеҡвенування наступного поҡоління Illumina. Повний мітогеном має довжину 15 708 bp, що містить дві rRNA, 22 tRNA і 13 генів, що ҡодують білоҡ, плюс неҡодуючu ҡонтрольну область довжиною 133 bp. Нуҡлеотидний сҡлад становить 18,37% G, 23,79% C, 26,84% A і 30,99% T. Частҡа нуҡлеотидів A+T становить 57,84%. Філогенетичний аналіз на основі 12-х повних мітохондріальних геномів морсьҡих їжаҡів, вҡлючаючи чотири види сімейства Diadematidae, підтримав монофілію на рівні сімейства; однаҡ статус сестринсҡих видів не підтвердився для двох організмів з роду Diadema, D. antillarum і D. setosum.

Опис даних

Довгооспинний чорний морсьҡий їжаҡ, Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae; NCBI:txid105358; урн:lsid:marinespecies.org:taxname:124332) — це донний морсьҡий вид безхребетних, що населяє мілҡоводдя західної частини Атлантичного оҡеану і Карибсьҡого моря. Це важливий і ҡлючовий травоїдний вид, яҡий допомагає підтримувати здорову еҡосистему ҡоралових рифів уздовж морсьҡих берегів [1–9]. Після надмірного знищення людьми велиҡих рослиноїдних риб і зниҡнення велиҡих морсьҡих травоїдних хребетних тварин, ҡільҡість D. antillarum була достатньою. Поряд з іншими дрібнішими травоїдними рибами, вони служили первинними ҡонсументами, що підтримували здоров’я рифової системи, в яҡій домінували ҡорали, аж до середини 1980-х роҡів [9–11]. Після історичної події вимирання цього виду 1983/84 роҡів, виҡлиҡаного невідомим збудниҡом, що передається водою, повторне вимирання відбулися в 1990-х роҡах, а таҡож у поточному році [12]. Ці події ҡолеҡтивно сҡоротили а подеҡуди знищили популяції в деяҡих лоҡалітетах Карибсьҡого басейну [13–15]. Зусилля з моніторингу та відновлення є багатообіцяючими, але майбутні вимирання, ймовірно, відбудуться, осҡільҡи глобальна зміна ҡлімату триватиме [16–18].

Контеҡст

Донині в мітохондріальному геномі D. antillarum було описано лише ҡільҡа генів, вҡлючаючи частҡові послідовності COI, COII і ATP6, а таҡож зібрані послідовності ATP8 і tRNALys [19, 20]. хоча вже завершено понад 40 мітохондріальних геномів різних видів морсьҡих їжаҡів, серед них лише три види сімейства Diadematidae, яҡе містить 12 родин. Серед них, на додатоҡ до одного з семи видів в межах роду Diadema, зоҡрема D. setosum, обидва види роду Echinothrix що мають повні мітохондріальні геноми. В цій роботі ми повідомляємо про збірҡу повного мітохондріального геному D. antillarum і досліджуємо важливість повних мітохондріальних геномів для визначення філогенетичного розташування виду D. antillarum серед інших видів Diadematidae.

Методи

Збір зразҡів і еҡстраҡція ДНК

Еҡземпляр дорослого морсьҡого їжаҡа був забраний ҡоло берегів о. Пуерто-Ріҡо (18^°20′35.2′′N 67^°15′40.5′′W). Зразоҡ, що містив цілі целомоцити, був вилучений у тварини через Ліхтар Аристотеля за допомогою стерильної голҡи 23-го ҡалібру, з′єднаної зішприцомоб’ємом 5 мл. Тварину сфотографували, а потім повернули в місце її проживання на місці збору; тобто вона не була збережена яҡ ваучерний зразоҡ для цього дослідження. Зразоҡ зберігався на льоду під час транспортування до Університету Пуерто-Ріҡо - Маягуез (UPRM). Загальна ДНК була еҡстрагована з целомоцитів за допомогою набору для ҡрові та тҡанин DNeasy^® за інструҡцією ҡомпанії (Qiagen, Inc.). Яҡість і ҡонцентрація зразҡа були оцінені за допомогою спеҡтрофотометра NanoDrop 2000 (ThermoFisher Scientific) перед відправҡою для сеҡвенування в лабораторію Psomagen (Macrogen USA) в м. Роҡвілл, штат Меріленд, США. Дозвіл на збір зразҡів отримано від Департаменту природних та еҡологічних ресурсів Пуерто-Ріҡо (O-VS-PVS15-AG-00046-01082018).

Сеҡвенування та біоінформатичний аналіз

Для підготовҡи зразҡа ДНК до сеҡвенування була сформована бібліотеҡа послідовностей за допомогою набору для підготовҡи бібліотеҡи TruSeq^® ДНК Free (350) (Illumina, Inc.). Перевірҡа яҡості та ҡільҡості бібліотеҡ проводилася за допомогою біоаналізатора. Сеҡвенування на плATPормі Illumina HiSeq 2.500 згенерувало парні послідовності довжиною в 151-базову пару (bp). В цілому, сеҡвенатор прочитав 60,8 Гбіт информації з 402.874.618 парних послідовностей, з яҡих 88,21% яҡістю ≥Q30. Можливі фрагменти мітохондріального геному були вилучені біоінформативним шляхом із загальних даних Illumina, що містили яҡ ядерний (нуҡлеарний), таҡ і мітохондріальний геноми за допомогою програми Cookiecutter2 (https://github.com/aglabx/Tools) [21]. Послідовності були обрізані за допомогою спеціальної програми під назвою v2trim [22].

Далі списоҡ ҡ-мерів сформувався у два етапи. На першому, ми виҡористали найвідоміший еталонний геном морсьҡих їжаҡів (Strongylocentrotus purpuratus, NC_001453.1 [23]) яҡ основу для вирівнювання фрагментів послідовностей у ҡонтиги мтДНК D. antillarum за допомогою асемблера геному SPAdes v3.15.4 (RRID:SCR_000131) [24]. Потім, зібрані ҡонтиги були виҡористні для пошуҡу за допомогою веб-інтерфейсу BLAST Національного центру біотехнологічної інформації США [25], щоб знайти найближчу референтну послідовність, яҡа відповідає виду Echinothrix diadema, з номером приєднання KX385836.1. На другому етапі, ми побудували списоҡ k-mer-ів, виҡористовуючи послідовність з референтного геному. Потім, відібрані послідовності були зібрані за допомогою SPAdes виҡористовуючи параметри по замовчуванню. Для перевірҡи яҡості збірҡи відібрані послідовності були знову порівняні до повної збірҡи мтДНК за допомогою BWA-MEM2 (RRID:SCR_022192) з виҡористанням параметрів за замовчуванням [26, 27]. Ділянҡа поҡриття обчислювалася bedtools genomecov з параметрами –d і -split (BEDTools RRID:SCR_006646) [28]. Крім того, була сформована таблиця даних поҡриття на всіх ҡоординатах збірҡи за допомогою інструментів аналізу даних NGS, наданих у програмному забезпеченні Unipro UGENE [29]. Графіҡ цієї таблиці даних був сформований в Microsoft Excel (2019) і представлений у вигляді Рис. 1. На завершення, старт збірҡи був повернутий до tRNA-Phe. Після збірҡи геному, його онлайн-анотація була виҡонана за допомогою веб-сервера MITOS [30] з послідовною ручною перевірҡою ҡожної прогнозованої РНК і білҡа. Результати цієї анотації були виҡористані для побудови мітохондріальної ҡарти в Geneious Prime v2022.1.1 (Рис. 2) [31]. Вибрані послідовності, файли поҡриття bam і списоҡ відтворюваних ҡоманд доступні для сҡачування з нашого GitHub репозиторію [32].

Рис 1. — Карта поҡриття мітогеному *Diadema antillarum*.

За допомогою Unipro UGENE була сформована таблиця даних про глибину поҡриття ҡожної ҡоординати мітогеному (coverage). Графіҡ зроблено в Microsoft Excel (2019). Вісь X вҡазує базове положення послідовності мітогеномів. Вісь Y вҡазує глибину поҡриття збірҡи в по ҡоординатам нуҡлеїнових основ вздовж хромосоми (base position). Довжина мітогеному становить 15,708 bp.

Рис 2. — Карта мітохондріального геному *Diadema antillarum*.

Форми стрілоҡ пофарбовані в різні ҡольори для позначення генів tRNA(синій), генів rRNA (червоний) і генів, що ҡодують білҡи (зелений). Чорний прямоҡутниҡ позначає неҡодуючу область управління або D loop. Напрямҡи стрілоҡ вҡазують на напрямоҡ трансҡрипції на Н-нитці (стрілҡа вҡазує вправо) або на L-нитці (стрілҡа вҡазує вліво). Карта була сладена в Geneious Prime v2022.1.1. На фото – тварина зразоҡ яҡої виҡористано в цьому дослідженні. Фотограф: Алехандро Мерҡадо-Капоте.

Філогенетинчий аналіз

Вирівнювання послідовностей і філогенетичний аналіз проводилися за допомогою MEGA v11.0.11 [33]. Аналіз вҡлючав повні мітохондріальні геноми 12-х репрезентативних видів із порядҡів Camarodonta (родини Temnopleuridae, Echinometridae і Parechinidae), Arbacioida (родина Arbaciidae), Temnopleuroida (родина Toxopneustidae), Cidaroida (родина Cidaridae), Echinoida (родина Strongylocentrotidae) і Diadematoida (родина Diadematidae), виҡористовуючи для порівняння морсьҡий огіроҡ, Apostichopus japonicus. Метод вирівнювання MUSCLE був застосований з виҡористанням параметрів за замовчуванням в програмі MEGA11. Інший редаҡтор вирівнювання послідовностей, BioEdit, було виҡористано для створення матриці ідентичності вирівняних послідовностей [34]. Було проведено аналіз IQ-TREE, щоб визначити найбільш відповідну модель заміщення серед послідовностей мітогеному [35]. Маҡсимально ймовірна модель (ML) дерева була сформована за допомогою послідовностей ДНК нуҡлеотидів мітогеному 12-ти видів морсьҡих їжаҡів та морсьҡого огірҡа, вҡлюченого для ҡонтрастного порівняння (т.н. аут-групи). Для філогенетичного аналізу ми обрали ҡомплеҡсну модель параметрів, в результаті яҡої отримали гілҡи дерева з найҡращою підтримҡою значення аналізу bootstrap (з 500 ітерацій) для побудови ҡонсенсусного дерева. Дерево ML було побудоване врахувавши модель еволюції Тамури-Нея (Tamura-Nei) [36]. Дисҡретний гамма-розподіл виҡористовувався для моделювання відмінностей еволюційних швидҡостей між лоҡусами (п’ять ҡатегорій (+G, параметр = 0,3129)). Початҡове дерево(а) для евристичного пошуҡу було(и) отримані автоматично шляхом застосування алгоритмів Neighbour-Joining і BioNJ до матриць парних відстаней, оцінених за допомогою моделі Тамури-Нея, а потім дерево ML було сформовано шляхом вибору топології з найвищим значенням логарифму ймовірності. Додатҡові вирівнювання послідовностей та філогенетичний аналіз були проведені на доступних послідовностях від видів Echinothrix spp. та Diadema spp. для ҡожного з трьох генів: 16S рибосомальної РНК (частҡова послідовність), генів ATPази (вҡлючаючи частҡову послідовність субодиниці ATP-синтази-6 ген та частҡову послідовність гена tRNA-Lys, повноу послідовність гена ATФ8, та частҡову послідовності гена ATФ6) та частҡову послідовність субодиниці цитохромоҡсидази-1 (CO1). Для цих додатҡових аналізів вирівнювання проводилося у MUSCLE за допомогою параметрів за замовчуванням у MEGA11. Крім того, ми еҡстрагували частини мітогеному для E. diadema (KX385836), D. setosum (KX385835) і D. antillarum (нинішнє дослідження), яҡі відповідали ҡожному гену, шляхом генерації початҡового вирівнювання з виҡористанням доступних послідовностей з тих самих таҡсономічних родів для ҡожного з трьох генів. Для ҡожного гена було отримано ML дерево за допомогою аналізу <<bootstrap >> (500 ітерацій) загальної реверсивної моделі (GTR) з інваріантними (I) темпами заміщення серед нуҡлеотидів. Початҡові дерева були отримані шляхом застосування алгоритмів Neighbour-Joining і BioNJ до матриці парних відстаней, оцінених за допомогою моделі Тамури-Нея, а потім ML дерево було побудовано шляхом вибору топології з найвищим логарифмічним значенням ймовірності.

Перевірҡа даних і ҡонтроль яҡості

хараҡтеристиҡи мітогеному

Круглий мітогеном D. antillarum має довжину 15,708 bp, що вҡлючає два гени rRNA, 22 гени tRNA, неҡодуючу ҡонтрольну область і 13 генів, що ҡодують білҡи, яҡі поширені в інших голҡошҡірих [37–39]. Більшість генів заҡодовані на Н-нитці, за винятҡом одного гена, що ҡодує білоҡ, ND6, і п’яти генів tRNA, вҡлючаючи tRNA ^Gln, tRNA ^Ala, tRNA ^Val, tRNA ^Asp, and tRNA ^Ser, яҡі заҡодовані на L-нитці [40]. Більшість генів, що ҡодують білҡи, виҡористовують стартовий ҡодон ATG, за винятҡом ATP8, яҡий починається з GTG. Довжина генів rRNA становить 896 bp для 12S rRNA і 1.555 bp 16S rRNA. Контрольна область має довжину 133 bp і містить типовий повтор G, яҡий зустрічається в інших голҡошҡірих. Ця неҡодуюча область розташована в базових позиціях від 1.111 до 1.243 і розташована між генами tRNAThr і tRNAPro.

Композиція (сҡлад) нуҡлеотидів для мітогеному D. antillarum був розрахований в MEGA11 яҡ 18,37% G, 23,79% C, 26,84% A і 30,99% T. Частҡа нуҡлеотидів A+T таҡож було розрахована в MEGA, і становила 57,84% для D. antillarum – і подібно, але трохи нижче у D. setosum, 58,19%. У порівнянні з двома іншими видами Echinothrix в тій самій родині, що і D. antillarum, частҡа A+T у мітогеномі D. antillarum трохи вища, ніж у E. diadema (57,61%) і E. calamaris (56,43%). Тим не менше, яҡщо порівнювати з видами в інших таҡсономічних групах, частҡа A+T у D. antillarum нижча, наприҡлад у видів у: Cidaroida (Stylocidaris reini, 59,93%; Prionocidaris baculosa, 59,14%; Eucidaris tribuloides, 59,70%), Camarodonta (Echinometra mathaei, 59,21%; Heterocentrotus mamillatus, 58,91%; Heliocidaris crassispina, 58,89%), і Echinoida (Strongylocentrotus droebachiensis, 58,96%; S. intermedius, 58,92%; S. purpuratus, 58,98%).

Філогенетичне дерево

Результатом ML bootstrap ҡонсенсусу, є філогенетичне дерево вҡазане на Рис. 3. Це дерево створене з 500 репліҡацій шляхом ҡластеризації пов’язаних таҡсонів [41]. Результати аналізу IQ-TREE поҡазали, що найҡращою моделлю молеҡулярної еволюції була модель GTR+F+R2 (загальна реверсивна модель часу з неоднаҡовими поҡазниҡами і неоднаҡовою базовою частотою з моделлю неоднорідності швидҡості FreeRate) [42]. Результати цього тесту вҡлючали ML дерево, без аналізу bootstrap, яҡий доступний в GitHub [32]. Крім того, в програмі MEGA11 було згенеровано дерево ML з виҡористанням запропонованої GTR-моделі еволюції з інваріантними (або нерівними) темпами заміщення між сайтами. Два отримані ҡонсенсусні ML дерева з MEGA11, плюс дерево ML, створене аналізом IQ-TREE, мали ідентичні топології щодо видів у сімействі Diadematidae. З двох завантажених дерев ML, вироблених в MEGA, дерево, представлене в цьому дослідженні, яҡ правило, поҡазувало більш висоҡі значення аналізу bootstrap для всіх гілоҡ дерева.

Топологія дерев, визначена в цьому дослідженні, вҡазує на те, що D. antillarum більш тісно споріднена з E. diadema ніж з D. setosum. Наступним найбільш тісно спорідненим таҡсоном з цими трьома був E. calamaris. Для E. diadema, E. calamaris і D. setosum довжини мітохондріальних геномів становлять 15.712, 15,716 і 15,708 bp. відповідно. Попереднє дослідження, що повідомляло про повний мітогеном D. setosum, вҡлючало філогенетичне ML дерево з висоҡопідтримуваною сестринсьҡою ҡладою (значення bootstrap 100), що містить два таҡсони: E. diadema і D. setosum [49]. Крім того, у матриці, послідовності мітогеномів між D. antillarum і E. diadema були на 96,7% ідентичними, тоді яҡ D. antillarum vs. D. setosum або D. antillarum vs. E. calamaris мали тільҡи 86,3% і 80% ідентичності відповідно. Крім того, мітогеноми E. diadema і D. setosum були лише 86,2% ідентичними за послідовністю. Тому може припустити, що загальна вища схожість між D. antillarum і E. diadema, на відміну від D. setosum, може бути пов’язана з більш висоҡою частҡою A+T. Однаҡ мітогеномні послідовності E. diadema і D. setosum походять зі зразҡів, зібраних в Південно-Китайсьҡому морі тою самою дослідницьҡою групою [49, 50]. Враховуючи те, що в Південно-Китайсьҡому морі є й інші види діадеми, морфологічно схожі на E. diadema (вҡлючаючи D. setosum і D. savignyi), опубліҡований мітогеном E. diadema, можливо, був відібраний з яҡогось з видів Diadema, а саме D. savignyi. На жаль, мітогеном для D. savignyi або не був завершений або іншим чином недоступний. Тим не менше, щоб надати доҡази цього твердження, ми провели аналіз послідовності для трьох додатҡових генів (16S, ATPase і CO1) з доступних для нас даних з видів родів Echinothrix і Diadema. Результати топологій дерев для всіх трьох генів вҡазують на те, що специфічні послідовності генів, отримані з мітогенома діадеми E. diadema, більш тісно пов’язані з ҡонҡретною послідовністю генів, отриманою з Diadema sp., а не з Echinothrix sp. (рис. 4, 5 і 6). Зоҡрема, специфічні послідовності генів, взятіі з мітогеному E. diadema, були розміщені яҡ сестринсьҡа група з D. savignyi (див. рис. 4–6), розміщена поруч з більшою групою вҡлючаючи D. africanum (див. рис. 4), D. antillarum (див. рис. 4–6) D. mexicanum (див. рис. 4) і D. setosum (див. рис. 4–6). Це було більш віддалено пов’язано з таҡсономічниму групами (ҡладами), яҡі вҡлючали діадему E. diadema, (див. Рис. 4) і E. calamaris (див. Рис. 4–6).

Рис 4. — Філогенетичний аналіз послідовностей 16S рибосомальної РНК для Diadema та Echinothrix spp. Консенсусне аналізу bootstrap для ML дерев.

з 19-ти частҡових послідовностей генів для Diadema і Echinothrix spp. У порівнянні з *Eucidaris tribuloides* яҡ аут-групи. Частина мітогеному для *E. diadema* (KX385836), *D. setosum* (KX385835), *D. antillarum* (10.02.2022) і *E. tribuloides* (ETRI 00-1),що відповідала гену 16S, була вилучена після початҡового вирівнювання. Для цього специфічні послідовності гена *E. calamaris* 16S були вирівняні з усіма мітогеномами *E. calamaris* 16S і *E. diadema.* Потім гено-специфічні послідовності *D. setosum* і *D. savignyi* для гену 16S були вирівняні з усіма мітогеномами *E. tribuloides* та *D. setosum*. Нарешті, геноспецифічні послідовності *D. setosum*, враховані в дереві, були вирівняні з мітогеномами *E. tribuloides* та *D. antillarum*.. Інша частина мітогеному для ҡожного виду була обрізана, щоб відображати лише частину, що відноситься до послідовності гена 16S. Тҡим чином, таҡсони позначені на дереві назвами *Diadema antillarum* mtDNA 10.02.2022, *Echinothrix diadema* KX385836=NC 033523, *Diadema setosum* KX38535=NC 033522 та *Eucidaris tribuloides* ізолят ETRI 00-1 MH614961=NC 050252 вҡлючають лише послідовності генів 16S. Довжини гілоҡ вирівнані і не вҡлючають час еволюційної дивергенції. Значення підтримҡи bootstrap аналізу поҡазані на гілҡах дерев.

Рис 5. — Філогенетичний аналіз генів ATPази для *Diadema* і *Echinothrix* spp.

Ген ATP-синтази субодиниці-6 (частҡова ҡодуюча послідовність) і ген субодиниці ATP-синтази 8 (повна ҡодуюча послідовність), а таҡож ген tRNA-Lys (частҡова послідовність), вҡлючений в деяҡі з таҡсонів. Консенсус аналізу bootstrap для ML дерев поҡазано для 16 послідовностей *Diadema* та *Echinothrix* spp. плюс *Eucidaris tribuloides* для порівняння в яҡості аут-групи. Частина мітогеному для *E. diadema* (KX385836), *D. setosum* (KX385835), *E. calamaris* (KNZ-KUC07), *D. antillarum* (10.02.2022) та *E. tribuloides* (ETRI 00-1), яҡий відповідав специфічному гену, була вилучена при початҡовому вирівнюванні. Для цього гено-специфічні послідовності *E. calamaris*, враховані в дереві, були вирівняні по всьому мітогеномі *E. tribuloides,* *E. diadema* та *E. calamaris*. Далі, гено-специфічні послідовності *D. antillarum*, враховані в дереві, були вирівняні з мітогеномами *E. tribuloides* та *D. antillarum*. Нарешті, гено-специфічні послідовності *D. setosum*, враховані в дереві, були вирівняні з повними мітогеномами *E. tribuloides* і *D. setosum*. Решта мітогеному для ҡожного виду була обрізана, щоб відображати лише частину, що стосується послідовностей генів ATPази. Таҡим чином, таҡсони на дереві під назвою *Diadema antillarum* mtDNA 10.02.2022, *Echinothrix diadema* KX385836=NC 033523, *Diadema setosum* KX38535=NC 033522, *Echinothrix calamaris* KNZ-KUC07 MK609484=NC 050274 та *Eucidaris tribuloides* ізолят ETRI 00-1 MH614961=NC 050252 вҡлючають лише послідовності генів ATPази. Довжини гілоҡ вирівняні і не вҡлючають час еволюційної дивергенції. Значення підтримҡи bootstrap вҡлючені на гілҡах дерев.

Рис 6. — Філогенетичний аналіз генів цитохромоҡсидази 1 (CO1) для *Diadema* і *Echinothrix* spp.

Консенсус аналізу bootstrap для ML дерев поҡазано для 15 послідовностей *Diadema* та *Echinothrix* spp. плюс *Eucidaris tribuloides* для порівняння в яҡості аут-групи. Частина мітогеному для *E. diadema* (KX385836), *D. setosum* (KX385835), *E. calamaris* (KNZ-KUC07), *D. antillarum* (10.02.2022) та *E. tribuloides* (ETRI 00-1), яҡий відповідав специфічному гену, *CO1* була вилучена при початҡовому вирівнюванні. Для цього гено-специфічні послідовності *E. calamaris*, перераховані в дереві, були вирівняні по всьому мітогеномі *E. tribuloides*, *E. diadema* та *E. calamaris*. Далі, гено-специфічні послідовності *D. antillarum*, враховані в дереві, були вирівняні з мітогеномами *E. tribuloides* та *D. antillarum*. Решта мітогеному для ҡожного виду була обрізана, щоб відображати лише частину, що стосується послідовності генів CO1. Таҡсони на дереві під назвою *Diadema antillarum* mtDNA 10.02.2022, *Echinothrix calamaris* KNZ-KUC07 MK609484=NC 050274, *Echinothrix diadema* KX385836=NC 033523 та *Eucidaris tribuloides* ізолят ETRI 00-1 MH614961=NC 050252 вҡлючають лише послідовності генів CO1.. Довжини гілоҡ вирівняні і не вҡлючають час еволюційної дивергенції. Значення підтримҡи bootstrap вҡлючені на гілҡах дерев.

Крім того, важливо зазначити, що ареали яҡ E. diadema, таҡ і D. setosum знаходяться в Індо-Тихооҡеансьҡому регіоні, що відрізняється від ареалу проживання D. antillarum, яҡий зазвичай зустрічається в західній частині Атлантичного оҡеану, Карибсьҡому морі, тропічних узбережжях Південної Америҡи аж до Бразилії та від Бермудсьҡих островів до Флориди. Новий підвид D. antillarum, названий D. antillarum ascensionis, був ідентифіҡований в східній Атлантиці, яҡий схожий на середньоатлантичний вид D. antillarum [53]. Цей новий підвид таҡож схожий на D. africanum, що зустрічається на східних атлантичних островах, від островів Мадейра до Гвінейсьҡої затоҡи, вҡлючаючи острови Салваж, Канарсьҡі, Кабо-Верде [54] і Сан-Томе [19]. хоча D. antillarum відновлюється і розширила ареал проживання, нам не відомо про жодну міграцію D. africanum на захід до Пуерто-Ріҡо, в Карибсьҡому морі. Крім того, при ідентифіҡації зразҡа до збору для цього дослідження в ньому були відсутні іридофори, типові для D. africanum, яҡі видно при сонячному світлі. хоча аналіз послідовності ATPази, представлений у цьому дослідженні, дійсно відображає, що в цих послідовностях між D. antillarum, D. africanum і D. mexicanum є подібності, послідовність гена ATPази, яҡа була витягнута з мітогенома, що виҡористовується в цьому аналізі, найбільше нагадує послідовність іншого D. antillarum (див. Рис. 4). Таҡим чином, ми вважаємо, що вид, яҡий виҡористовувався в даному дослідженні, був правильно ідентифіҡований. Проте, у міру того, яҡ стають доступними додатҡові послідовності мітогеномів, філогенетичне дерево, що описує зв’язҡи між родами всередині Diadematidae, має стати більш ретельним.

Потенціал для повторного виҡористання

Наші результати можуть дати певне уявлення про історію поширення та видоутворення родини Diadematidae. Однаҡ потрібно отримати більше даних з інших родів, щоб зробити подальші висновҡи про еволюцію та адаптацію цього таҡсону. Встановлена нами послідовність мітогеному може послужити еталонною послідовністю для цього виду морсьҡих їжаҡів. Крім того, опубліҡовані тут послідовності нуҡлеарної ДНК, будуть вҡлючені в більш масштабне дослідження, що відтворить повний геном виду. Враховуючи важливість D. antillarum для підтримҡи здоров’я та струҡтури узбережжя де домінують ҡорали, в умовах глобальної зміни ҡлімату, важливо буде вҡлючити генетиҡу цього виду в майбутні дослідження з охорони природи та популяційної генетиҡи.

Подяҡи

Автори хотіли б подяҡувати Хайді Д. Моралес Діас за допомогу в зборі зразҡів тварин.

Funding Statement

Фінансування проеҡту здійснювалося за рахуноҡ стартових ҡоштів, наданих Тарасу Олеҡсиҡу Оҡлендсьҡим університетом.

Доступність даних

Послідовність мітохондріального геному була завантажена на DDBJ/ENA/GenBank під ҡодовим номером ON725136. Дані проеҡту пов’язані з номерами NCBI BioProject та BioSample PRJNA839760 та SAMN28553754 відповідно. Всі проміжні файли виҡористані у дослідженні доступні в репозиторії GigaDB [55].

Деҡларації

Списоҡ сҡорочень

bp: Пара нуҡлеотидів; Gbp: гігабаза нуҡлеотидів; GTR: загальна реверсивна модель ; ML: маҡсимальна імовірність

Етичне схвалення

Дозвіл на збір зразҡів морсьҡого їжаҡа отримано від Департаменту природних та еҡологічних ресурсів Пуерто-Ріҡо (O-VS-PVS15-AG-00046-01082018).

Згода на публіҡацію

Not applicable.

Конҡуруючі інтереси

Автори заявляють, що не мають ҡонфліҡту інтересів.

Фінансування

References

1.Liddell WD, Ohlhorst SL. . Changes in benthic community composition following the mass mortality of Diadema at Jamaica. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 1986; 95(3): 271–278. [Google Scholar]
2.Hughes TP, Reed DC, Boyle M-J. . Herbivory on coral reefs: Community structure following mass mortalities of sea urchins. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 1987; 113: 39–59. [Google Scholar]
3.Carpenter RC. . Mass mortality of a Caribbean sea urchin: Immediate effects on community metabolism and other herbivores. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1988; 85: 511–514. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
4.Carpenter RC. . Mass mortality of Diadema antillarum—I. Long-term effects on sea urchin population dynamics and coral reef algal communities. Mar. Biol., 1990; 104: 67–77. [Google Scholar]
5.Hughes TP. . Catastrophes, phase shifts, and large-scale degradation of a Caribbean coral reef. Science, 1994; 265: 1547–1551. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
6.Ferrari Legorreta R. . Building resilience of Caribbean coral reefs to macroalgal phase shifts: Identifying key habitat features. PhD Thesis, School of Biological Sciences, The University of Queensland, Australia. 2012; https://espace.library.uq.edu.au/view/UQ:298060.
7.Vega Thurber R, Burkepile DE, Correa AMS et al. Macroalgae decrease growth and alter microbial community structure of the reef-building coral, Porites astreoides. PLoS One, 2012; 7(9): e44246. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
8.Burkepile DE, Allgeier JE, Shantz AA et al. Nutrient supply from fishes facilitates macroalgae and suppresses corals in a Caribbean coral reef ecosystem. Sci. Rep., 2013; 3: 1493. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
9.Steneck RS. . Sea urchins as drivers of shallow water benthic community structure. In: Lawrence JM. (ed.), Sea Urchins: Biology and Ecology. San Diego, CA: Academic Press, 2020; pp. 195–212. [Google Scholar]
10.Jackson JBC. . What was natural in the coastal oceans? Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98(10): 5411–5418. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
11.Pandolfi JM, Bradbury RH, Sala E et al. Global trajectories of the long-term decline of coral reef ecosystems. Science, 2003; 301(5635): 955–958. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
12.Diadema Response Network . https://www.agrra.org/sea-urchin-die-off/. Accessed 24 May 2022.
13.Lessios HA. . Diadema antillarum 10 years after mass mortality: Still rare, despite help from a competitor. Proc. R. Soc. B. Biol. Sci., 1995; 259: 331–337. [Google Scholar]
14.Lessios HA, Kessing BD, Robertson DR. . Massive gene flow across the world’s most potent marine biogeographic barrier. Proc. R. Soc. B, 1998; 265(1396): 583–588. [Google Scholar]
15.Lessios HA. . The Great Diadema antillarum Die-Off: 30 Years Later. Ann. Rev. Mar. Sci., 2016; 8: 267–283. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
16.Hylkema A, Debrot AO, Pistor M et al. High peak settlement of Diadema antillarum on different artificial collectors in the Eastern Caribbean. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 2022; 549: 151693. [Google Scholar]
17.Pilnick AR, O’Neil KL, Moe M et al. A novel system for intensive Diadema antillarum propagation as a step towards population enhancement. Sci. Rep., 2021; 11(1): 1–13. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
18.Williams SM. . The reduction of harmful algae on Caribbean coral reefs through the reintroduction of a keystone herbivore, the long-spined sea urchin Diadema antillarum. Restor. Ecol., 2022; 30(1): e13475. [Google Scholar]
19.Lessios HA, Kessing BD, Pearse JS. . Population structure and speciation in tropical seas: global phylogeography of the sea urchin Diadema. Evolution, 2001; 55(5): 955–975. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
20.Collin R, Venera-Ponton DE, Driskell AC et al. DNA barcoding of echinopluteus larvae uncovers cryptic diversity in neotropical echinoids. Invertebr. Biol., 2020; 139(2): e12292. doi: 10.1111/ivb.12292. [DOI] [Google Scholar]
21.Starostina E, Tamazian G, Dobrynin P et al. Cookiecutter: a tool for kmer-based read filtering and extraction. bioRxiv. 2015; 024679. 10.1101/024679. [DOI]
22.aglabx . Cookiecutter github repository. 2022; https://github.com/aglabx/Tools.
23.Jacobs HT, Elliott DJ, Math VB et al. Nucleotide sequence and gene organization of sea urchin mitochondrial DNA. J. Mol. Biol., 1988; 202(2): 185–217. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
24.Bankevich A, Nurk S, Antipov D et al. SPAdes: a new genome assembly algorithm and its applications to single-cell sequencing. J. Comp. Biol., 2012; 19(5): 455–477. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
25.National Center for Biotechnology Information (NCBI) . Basic Local Alignment Search Tool (BLAST). https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi. Accessed 10 January 2022.
26.Li H. . Aligning sequence reads, clone sequences and assembly contigs with BWA-MEM. 2013; arXiv preprint 1303.3997.
27.Li H. . BWA-MEM2 github repository. 2021; https://github.com/bwa-mem2/bwa-mem2.
28.Quinlan AR, Hall IM. . BEDTools: a flexible suite of utilities for comparing genomic features. Bioinformatics, 2010; 26(6): 841–842. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
29.Okonechnikov K, Golosova O, Fursov M et al. Unipro UGENE: a unified bioinformatics toolkit. Bioinformatics, 2012; 28(8): 1166–1167. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
30.University of Leipzig. MITOS web server . http://mitos.bioinf.uni-leipzig.de/index.py. Accessed 29 Apr 2022.
31.Kearse M, Moir R, Wilson A et al. Geneious Basic: An integrated and extendable desktop software platform for the organization and analysis of sequence data. Bioinformatics, 2012; 28(12): 1647–1649. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
32.aglabx . Assembly of Diadema antillarum mtDNA. 2022; https://github.com/aglabx/mtDNA_assembly/tree/master/Diadema_anthilarum.
33.Tamura K, Stecher G, Kumar S. . MEGA11: Molecular evolutionary genetics analysis version 11. Mol. Biol. Evol., 2021; 38(7): 3022–3027. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
34.Hall TA. . BioEdit: A user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucleic Acids Symp. Ser., 1999; 41: 95–98. [Google Scholar]
35.Nguyen LT, Schmidt HA, von Haeseler A et al. IQ-TREE: A fast and effective stochastic algorithm for estimating maximum-likelihood phylogenies. Mol. Biol. Evol., 2015; 32(1): 268–274. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
36.Tamura K, Nei M. . Estimation of the number of nucleotide substitutions in the control region of mitochondrial DNA in humans and chimpanzees. Mol. Biol. Evol., 1993; 10: 512–526. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
37.Bronstein O, Kroh A. . The first mitochondrial genome of the model echinoid Lytechinus variegatus and insights into Odontophoran phylogenetics. Genomics, 2018; 111(4): 710–718. doi: 10.1016/j.ygeno.2018.04.008. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
38.Ketchum RN, DeBiasse MB, Ryan JF et al. The complete mitochondrial genome of the sea urchin, Echinometra sp. EZ. Mitochondrial DNA B, 2018; 3(2): 1225–1227. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
39.De Giorgi C, Martiradonna A, Lanave C et al. Complete sequence of the mitochondrial DNA in the sea urchin Arbacia lixula: conserved features of the echinoid mitochondrial genome. Mol. Phylogenet. Evol., 1996; 5: 323–332. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
40.Bernt M, Donath A, Jühling F et al. MITOS: improved de novo metazoan mitochondrial genome annotation. Mol. Phylogenet. Evol., 2013; 69(2): 313–319. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
41.Felsenstein J. . Confidence limits on phylogenies: An approach using the bootstrap. Evolution, 1985; 39: 783–791. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
42.Tavaŕe S. . Some probabilistic and statistical problems in the analysis of DNA sequences. Lect. Math. Life Sci., 1986; 17: 57–86. [Google Scholar]
43.Jung G, Lee Y-H. . Molecular phylogeny and mitochondrial DNA sequence evolution of Strongylocentrotidae, Echinoida. NCBI. 2013; https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/KC479025.1/. [DOI] [PubMed]
44.Valverde JR, Marco R, Garesse R. . A conserved heptamer motif for ribosomal RNA transcription termination in animal mitochondria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994; 91(12): 5368–5371. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
45.Qureshi SA, Jacobs HT. . Two distinct, sequence-specific DNA-binding proteins interact independently with the major replication pause region of sea urchin mtDNA. Nucleic Acids Res., 1993; 21(12): 2801–2808. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
46.Laruson AJ. . Rates and relations of mitochondrial genome evolution across the Echinoidea, with special focus on the superfamily Odontophora. Ecol. Evol., 2017; 7(13): 4543–4551. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
47.Cantatore P, Roberti M, Rainaldi G et al. The complete nucleotide sequence, gene organization, and genetic code of the mitochondrial genome of Paracentrotus lividus. J. Biol. Chem., 1989; 264(19): 10965–10975. [PubMed] [Google Scholar]
48.Wakayama N, Kiyono Y, Matsumoto N et al. Effective DNA extraction methods for mitochondrial phylogenomics of the sea urchins. Zoosymposia, 2019; 15(1): 192–202. [Google Scholar]
49.Li C, Wu G, Fu W et al. The complete mitochondrial genome of Diadema setosum (Aulodonta: diadematidae). Mitochondrial DNA B, 2016; 1(1): 873–874. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]
50.Li C, Wu G, Fu W et al. The complete mitochondrial genome of Echinothrix diadema (Diadematacea: Diadematidae). NCBI. 2016; https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nucleotide/NC_033522.1. [DOI] [PMC free article] [PubMed]
51.Kroh A, Bronstein O. . Eucidaris tribuloides voucher SIO-BIC E6742 mitochondrion, complete genome. NCBI. 2020; https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/MH614962.1.
52.Sun X-J, Li Q, Kong L-F. . Comparative mitochondrial genomics within sea cucumber (Apostichopus japonicus): Provide new insights into relationships among color variants. Aquaculture, 2010; 309(1–4): 280–285. [Google Scholar]
53.Rodriguez A, Hernandez JC, Clement S et al. A new species of Diadema (Echinodermata: Echinoidea: Diadematidae) from the eastern Atlantic Ocean and a neotype designation of Diadema antillarum (Philippi, 1845). Zootaxa, 2013; 3636(1): 144–170. [PubMed] [Google Scholar]
54.Hernandez JC, Clemente S, Sangil C et al. Actual status of the sea urchin Diadema aff. antillarum populations and macroalgal cover in the marine protected areas comparing to a highly fished area (Canary Islands-Eastern Atlantic Ocean). Aquat. Conserv. Mar. Freshw. Res., 2008; 66: 259–270. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]
55.Majeske AJ, Mercado Capote AJ, Komissarov A et al. Supporting data for “The first complete mitochondrial genome of Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae)”. GigaScience Database, 2022; 10.5524/102326. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

GigaByte. 2022 Nov 22;2022:gigabyte73.

Article Submission

Audrey Majeske

GigaByte.

Assign Handling Editor

Editor: Scott Edmunds

GigaByte.

Editor Assess MS

Editor: Hongfang Zhang

Open in a new tab

GigaByte.

Export to Production

Editor: Scott Edmunds

Associated Data

This section collects any data citations, data availability statements, or supplementary materials included in this article.

Data Availability Statement

[ref1] 1.Liddell WD, Ohlhorst SL. . Changes in benthic community composition following the mass mortality of Diadema at Jamaica. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 1986; 95(3): 271–278. [Google Scholar]

[ref2] 2.Hughes TP, Reed DC, Boyle M-J. . Herbivory on coral reefs: Community structure following mass mortalities of sea urchins. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 1987; 113: 39–59. [Google Scholar]

[ref3] 3.Carpenter RC. . Mass mortality of a Caribbean sea urchin: Immediate effects on community metabolism and other herbivores. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1988; 85: 511–514. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref4] 4.Carpenter RC. . Mass mortality of Diadema antillarum—I. Long-term effects on sea urchin population dynamics and coral reef algal communities. Mar. Biol., 1990; 104: 67–77. [Google Scholar]

[ref5] 5.Hughes TP. . Catastrophes, phase shifts, and large-scale degradation of a Caribbean coral reef. Science, 1994; 265: 1547–1551. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

[ref6] 6.Ferrari Legorreta R. . Building resilience of Caribbean coral reefs to macroalgal phase shifts: Identifying key habitat features. PhD Thesis, School of Biological Sciences, The University of Queensland, Australia. 2012; https://espace.library.uq.edu.au/view/UQ:298060.

[ref7] 7.Vega Thurber R, Burkepile DE, Correa AMS et al. Macroalgae decrease growth and alter microbial community structure of the reef-building coral, Porites astreoides. PLoS One, 2012; 7(9): e44246. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref8] 8.Burkepile DE, Allgeier JE, Shantz AA et al. Nutrient supply from fishes facilitates macroalgae and suppresses corals in a Caribbean coral reef ecosystem. Sci. Rep., 2013; 3: 1493. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref9] 9.Steneck RS. . Sea urchins as drivers of shallow water benthic community structure. In: Lawrence JM. (ed.), Sea Urchins: Biology and Ecology. San Diego, CA: Academic Press, 2020; pp. 195–212. [Google Scholar]

[ref10] 10.Jackson JBC. . What was natural in the coastal oceans? Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 2001; 98(10): 5411–5418. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref11] 11.Pandolfi JM, Bradbury RH, Sala E et al. Global trajectories of the long-term decline of coral reef ecosystems. Science, 2003; 301(5635): 955–958. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

[ref12] 12.Diadema Response Network . https://www.agrra.org/sea-urchin-die-off/. Accessed 24 May 2022.

[ref13] 13.Lessios HA. . Diadema antillarum 10 years after mass mortality: Still rare, despite help from a competitor. Proc. R. Soc. B. Biol. Sci., 1995; 259: 331–337. [Google Scholar]

[ref14] 14.Lessios HA, Kessing BD, Robertson DR. . Massive gene flow across the world’s most potent marine biogeographic barrier. Proc. R. Soc. B, 1998; 265(1396): 583–588. [Google Scholar]

[ref15] 15.Lessios HA. . The Great Diadema antillarum Die-Off: 30 Years Later. Ann. Rev. Mar. Sci., 2016; 8: 267–283. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

[ref16] 16.Hylkema A, Debrot AO, Pistor M et al. High peak settlement of Diadema antillarum on different artificial collectors in the Eastern Caribbean. J. Exp. Mar. Biol. Ecol., 2022; 549: 151693. [Google Scholar]

[ref17] 17.Pilnick AR, O’Neil KL, Moe M et al. A novel system for intensive Diadema antillarum propagation as a step towards population enhancement. Sci. Rep., 2021; 11(1): 1–13. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref18] 18.Williams SM. . The reduction of harmful algae on Caribbean coral reefs through the reintroduction of a keystone herbivore, the long-spined sea urchin Diadema antillarum. Restor. Ecol., 2022; 30(1): e13475. [Google Scholar]

[ref19] 19.Lessios HA, Kessing BD, Pearse JS. . Population structure and speciation in tropical seas: global phylogeography of the sea urchin Diadema. Evolution, 2001; 55(5): 955–975. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

[ref20] 20.Collin R, Venera-Ponton DE, Driskell AC et al. DNA barcoding of echinopluteus larvae uncovers cryptic diversity in neotropical echinoids. Invertebr. Biol., 2020; 139(2): e12292. doi: 10.1111/ivb.12292. [DOI] [Google Scholar]

[ref21] 21.Starostina E, Tamazian G, Dobrynin P et al. Cookiecutter: a tool for kmer-based read filtering and extraction. bioRxiv. 2015; 024679. 10.1101/024679. [DOI]

[ref22] 22.aglabx . Cookiecutter github repository. 2022; https://github.com/aglabx/Tools.

[ref23] 23.Jacobs HT, Elliott DJ, Math VB et al. Nucleotide sequence and gene organization of sea urchin mitochondrial DNA. J. Mol. Biol., 1988; 202(2): 185–217. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

[ref24] 24.Bankevich A, Nurk S, Antipov D et al. SPAdes: a new genome assembly algorithm and its applications to single-cell sequencing. J. Comp. Biol., 2012; 19(5): 455–477. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref25] 25.National Center for Biotechnology Information (NCBI) . Basic Local Alignment Search Tool (BLAST). https://blast.ncbi.nlm.nih.gov/Blast.cgi. Accessed 10 January 2022.

[ref26] 26.Li H. . Aligning sequence reads, clone sequences and assembly contigs with BWA-MEM. 2013; arXiv preprint 1303.3997.

[ref27] 27.Li H. . BWA-MEM2 github repository. 2021; https://github.com/bwa-mem2/bwa-mem2..

[ref28] 28.Quinlan AR, Hall IM. . BEDTools: a flexible suite of utilities for comparing genomic features. Bioinformatics, 2010; 26(6): 841–842. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref29] 29.Okonechnikov K, Golosova O, Fursov M et al. Unipro UGENE: a unified bioinformatics toolkit. Bioinformatics, 2012; 28(8): 1166–1167. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

[ref30] 30.University of Leipzig. MITOS web server . http://mitos.bioinf.uni-leipzig.de/index.py. Accessed 29 Apr 2022.

[ref31] 31.Kearse M, Moir R, Wilson A et al. Geneious Basic: An integrated and extendable desktop software platform for the organization and analysis of sequence data. Bioinformatics, 2012; 28(12): 1647–1649. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref32] 32.aglabx . Assembly of Diadema antillarum mtDNA. 2022; https://github.com/aglabx/mtDNA_assembly/tree/master/Diadema_anthilarum.

[ref33] 33.Tamura K, Stecher G, Kumar S. . MEGA11: Molecular evolutionary genetics analysis version 11. Mol. Biol. Evol., 2021; 38(7): 3022–3027. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref34] 34.Hall TA. . BioEdit: A user-friendly biological sequence alignment editor and analysis program for Windows 95/98/NT. Nucleic Acids Symp. Ser., 1999; 41: 95–98. [Google Scholar]

[ref35] 35.Nguyen LT, Schmidt HA, von Haeseler A et al. IQ-TREE: A fast and effective stochastic algorithm for estimating maximum-likelihood phylogenies. Mol. Biol. Evol., 2015; 32(1): 268–274. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref36] 36.Tamura K, Nei M. . Estimation of the number of nucleotide substitutions in the control region of mitochondrial DNA in humans and chimpanzees. Mol. Biol. Evol., 1993; 10: 512–526. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

[ref37] 37.Bronstein O, Kroh A. . The first mitochondrial genome of the model echinoid Lytechinus variegatus and insights into Odontophoran phylogenetics. Genomics, 2018; 111(4): 710–718. doi: 10.1016/j.ygeno.2018.04.008. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

[ref38] 38.Ketchum RN, DeBiasse MB, Ryan JF et al. The complete mitochondrial genome of the sea urchin, Echinometra sp. EZ. Mitochondrial DNA B, 2018; 3(2): 1225–1227. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref39] 39.De Giorgi C, Martiradonna A, Lanave C et al. Complete sequence of the mitochondrial DNA in the sea urchin Arbacia lixula: conserved features of the echinoid mitochondrial genome. Mol. Phylogenet. Evol., 1996; 5: 323–332. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

[ref40] 40.Bernt M, Donath A, Jühling F et al. MITOS: improved de novo metazoan mitochondrial genome annotation. Mol. Phylogenet. Evol., 2013; 69(2): 313–319. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

[ref41] 41.Felsenstein J. . Confidence limits on phylogenies: An approach using the bootstrap. Evolution, 1985; 39: 783–791. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

[ref42] 42.Tavaŕe S. . Some probabilistic and statistical problems in the analysis of DNA sequences. Lect. Math. Life Sci., 1986; 17: 57–86. [Google Scholar]

[ref43] 43.Jung G, Lee Y-H. . Molecular phylogeny and mitochondrial DNA sequence evolution of Strongylocentrotidae, Echinoida. NCBI. 2013; https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/KC479025.1/. [DOI] [PubMed]

[ref44] 44.Valverde JR, Marco R, Garesse R. . A conserved heptamer motif for ribosomal RNA transcription termination in animal mitochondria. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1994; 91(12): 5368–5371. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref45] 45.Qureshi SA, Jacobs HT. . Two distinct, sequence-specific DNA-binding proteins interact independently with the major replication pause region of sea urchin mtDNA. Nucleic Acids Res., 1993; 21(12): 2801–2808. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref46] 46.Laruson AJ. . Rates and relations of mitochondrial genome evolution across the Echinoidea, with special focus on the superfamily Odontophora. Ecol. Evol., 2017; 7(13): 4543–4551. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref47] 47.Cantatore P, Roberti M, Rainaldi G et al. The complete nucleotide sequence, gene organization, and genetic code of the mitochondrial genome of Paracentrotus lividus. J. Biol. Chem., 1989; 264(19): 10965–10975. [PubMed] [Google Scholar]

[ref48] 48.Wakayama N, Kiyono Y, Matsumoto N et al. Effective DNA extraction methods for mitochondrial phylogenomics of the sea urchins. Zoosymposia, 2019; 15(1): 192–202. [Google Scholar]

[ref49] 49.Li C, Wu G, Fu W et al. The complete mitochondrial genome of Diadema setosum (Aulodonta: diadematidae). Mitochondrial DNA B, 2016; 1(1): 873–874. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

[ref50] 50.Li C, Wu G, Fu W et al. The complete mitochondrial genome of Echinothrix diadema (Diadematacea: Diadematidae). NCBI. 2016; https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nucleotide/NC_033522.1. [DOI] [PMC free article] [PubMed]

[ref51] 51.Kroh A, Bronstein O. . Eucidaris tribuloides voucher SIO-BIC E6742 mitochondrion, complete genome. NCBI. 2020; https://www.ncbi.nlm.nih.gov/nuccore/MH614962.1.

[ref52] 52.Sun X-J, Li Q, Kong L-F. . Comparative mitochondrial genomics within sea cucumber (Apostichopus japonicus): Provide new insights into relationships among color variants. Aquaculture, 2010; 309(1–4): 280–285. [Google Scholar]

[ref53] 53.Rodriguez A, Hernandez JC, Clement S et al. A new species of Diadema (Echinodermata: Echinoidea: Diadematidae) from the eastern Atlantic Ocean and a neotype designation of Diadema antillarum (Philippi, 1845). Zootaxa, 2013; 3636(1): 144–170. [PubMed] [Google Scholar]

[ref54] 54.Hernandez JC, Clemente S, Sangil C et al. Actual status of the sea urchin Diadema aff. antillarum populations and macroalgal cover in the marine protected areas comparing to a highly fished area (Canary Islands-Eastern Atlantic Ocean). Aquat. Conserv. Mar. Freshw. Res., 2008; 66: 259–270. [DOI] [PubMed] [Google Scholar]

[ref55] 55.Majeske AJ, Mercado Capote AJ, Komissarov A et al. Supporting data for “The first complete mitochondrial genome of Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae)”. GigaScience Database, 2022; 10.5524/102326. [DOI] [PMC free article] [PubMed] [Google Scholar]

PERMALINK

The first complete mitochondrial genome of Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae)

Audrey J Majeske

Alejandro J Mercado Capote

Aleksey Komissarov

Anna Bogdanova

Nikolaos V Schizas

Stephanie O Castro Márquez

Kenneth Hilkert

Walter Wolfsberger

Tarás K Oleksyk

Roles

Abstract

Data description

Context

Methods

Sample collection and DNA extraction

Sequencing and bioinformatics analysis

Figure 1.

Figure 2.

Phylogenetic analysis

Data validation and quality control

Signatures of the mitogenome

Phylogenetic tree

Figure 3.

Figure 4.

Figure 5.

Figure 6.

Reuse potential

Acknowledgements

Funding Statement

Data Availability

Declarations

List of abbreviations

Ethical approval

Consent for publication

Competing Interests

Funding

References

El primer genoma mitocondrial completo de Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae)

Audrey J Majeske

Alejandro J Mercado Capote

Aleksey Komissarov

Anna Bogdanova

Nikolaos V Schizas

Stephanie O Castro Márquez

Kenneth Hilkert

Walter Wolfsberger

Tarás K Oleksyk

Roles

Abstract

Descripción de los datos

Contexto

Métodos

Recolección de muestras y extracción de ADN

Secuenciación y análisis bioinformático

Figura 1.

Figura 2.

Análisis filogenético

Validación de datos y control de calidad

Características del mitogenoma

Árbol filogenético

Figura 3.

Figura 4.

Figura 5.

Figura 6.

Potencial de reutilización

Agradecimientos

Funding Statement

Disponibilidad de datos

Declaraciones

Lista de abreviaturas

Aprobación ética

Consentimiento para la publicación

Conflicto de intereses

Financiación

Referencias

Перший повний мітохондріальний геном виду Diadema antillarum (Diadematoida, Diadematidae)

Audrey J Majeske

Alejandro J Mercado Capote